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			<journal-id journal-id-type="publisher-id">tip</journal-id>
			<journal-title-group>
				<journal-title>TIP. Revista especializada en ciencias
					químico-biológicas</journal-title>
				<abbrev-journal-title abbrev-type="publisher">TIP</abbrev-journal-title>
			</journal-title-group>
			<issn pub-type="ppub">1405-888X</issn>
			<publisher>
				<publisher-name>Universidad Nacional Autónoma de México, Facultad de Estudios
					Superiores Zaragoza</publisher-name>
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			<article-id pub-id-type="publisher-id">00002</article-id>
			<article-id pub-id-type="doi">10.22201/fesz.23958723e.2021.0.293</article-id>
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				<subj-group subj-group-type="heading">
					<subject>Artículos originales</subject>
				</subj-group>
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			<title-group>
				<article-title>Evaluación de quitosano comercial y extractos acuosos de mesocarpio
					de coco (<italic>Cocos nucifera</italic> L.) para el control de <italic>Rhizopus
						stolonifer</italic> aislado de guanábana (<italic>Annona muricata</italic>
					L.): pruebas <italic>in vitro</italic></article-title>
				<trans-title-group xml:lang="en">
					<trans-title>Evaluation of commercial chitosan and aqueous extracts of coconut
						shell (<italic>Cocos nucifera</italic> L.) for the control of
							<italic>Rhizopus stolonifer</italic> isolated from soursop
							(<italic>Annona muricata</italic> L.): <italic>In vitr</italic>o
						tests</trans-title>
				</trans-title-group>
			</title-group>
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						<surname>Cortés-Rivera</surname>
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						<surname>González-Estrada</surname>
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						<surname>Huerta-Ocampo</surname>
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						<surname>Blancas-Benítez</surname>
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						<surname>Gutiérrez-Martínez</surname>
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			<aff id="aff1">
				<label>1</label>
				<institution content-type="original">Laboratorio Integral de Investigación en
					Alimentos, Laboratorio de Biotecnología/División de Estudios de Posgrado e
					Investigación, Tecnológico Nacional de México/I. T. Tepic, Av. Tecnológico
					#2595, Col. Lagos del Country, Tepic 63175, Nayarit, México. </institution>
					<institution content-type="normalized">Tecnológico Nacional de México</institution>
				<institution content-type="orgname">Tecnológico Nacional de México</institution>
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					<named-content content-type="city">Nayarit</named-content>
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				<country country="MX">México</country>
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			<aff id="aff2">
				<label>2</label>
				<institution content-type="original">Centro de Investigación en Alimentación y
					Desarrollo, A. C., Lab. de Bioquímica de Proteínas y Glicanos, Hermosillo 83304,
					Sonora, México. </institution>
					<institution content-type="normalized">Centro de Investigación en Alimentación y
					Desarrollo, A. C.</institution>
				<institution content-type="orgname">Centro de Investigación en Alimentación y
					Desarrollo, A. C.</institution>
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					<named-content content-type="state">Sonora</named-content>
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				<country country="MX">México</country>
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			<author-notes>
			<corresp id="c1">E-mail: *<email>pgutierrez@ittepic.edu.mx</email>
				</corresp>
			</author-notes>
			<!--pub-date date-type="pub" publication-format="electronic">
				<day>14</day>
				<month>03</month>
				<year>2022</year>
			</pub-date>
			<pub-date date-type="collection" publication-format="electronic"-->
				<pub-date pub-type="epub">
				<year>2021</year>
			</pub-date>
			<volume>24</volume>			
			<elocation-id>e293</elocation-id>
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				<date date-type="received">
					<day>21</day>
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				</date>
				<date date-type="accepted">
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					<license-p>Este es un artículo publicado en acceso abierto bajo una licencia
						Creative Commons</license-p>
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			</permissions>
			<abstract>
				<title>Resumen</title>
				<p>La eficacia antifúngica de los extractos acuosos de mesocarpio de coco
						(<italic>Cocos nucifera</italic> L<italic>.</italic>) (EAC) y el quitosano
					comercial (QC) aplicados de manera individual y en combinación se evaluó contra
						<italic>Rhizopus stolonifer</italic> en términos de crecimiento micelial,
					esporulación y germinación de las esporas, así como la obtención de los modelos
					de crecimiento primario en dos temperaturas de almacenamiento (15-25
						<italic>º</italic>C). La aplicación de los EAC al 10% redujo
					significativamente el crecimiento micelial de <italic>R. stolonifer</italic>
					(58.81 ± 6.48%); por otro lado, el QC (1.5%) mostró un efecto de control de
					hasta un 87%, sin embargo, la combinación de los EAC (10%) con el QC (1.5%) fue
					más efectiva al reducir el crecimiento micelial (&gt; 93 %). Todos los
					tratamientos fueron efectivos para disminuir la producción de esporas (&gt; 94
					%) en comparación con el control (agar). El QC al combinarse con los EAC fue más
					efectivo inhibiendo la elongación del tubo germinal (&gt; 98 %) comparado con
					los tratamientos individuales (&lt; 48 %). El modelo modificado de Gompertz
					mostró un ajuste adecuado para ambos rangos de temperatura (&gt; 98-99 %)
					observándose diferencias significativas (<italic>p</italic> ≤ 0.05) entre las
					variables de velocidad máxima (<italic>Vm</italic>á<italic>x</italic>) y periodo
					de latencia (ƛ), no obstante, todos los tratamientos mostraron un efecto
					fungistático sobre el desarrollo micelial de <italic>R. stolonifer</italic>. La
					combinación de los EAC y el QC puede ser una alternativa eco-amigable contra la
					pudrición suave de los frutos de guanábana.</p>
			</abstract>
			<trans-abstract xml:lang="en">
				<title>Abstract</title>
				<p>The antifungal effectiveness of aqueous extracts of coconut mesocarp
						(<italic>Cocos nucifera</italic> L.) (AEC) and commercial chitosan (CQ)
					applied individually and in combination was evaluated against <italic>Rhizopus
						stolonifer</italic> in terms of mycelial growth, sporulation, spore
					germination, as well the primary growth models at two storage temperatures
					(15-25 oC) was obtained. The use of AEC applied individually, significantly
					reduced the mycelial growth of <italic>R. stolonifer</italic> (&gt; 45 %); on
					the other hand, CQ (1.5 %) showed up to 87 % of control, however, the
					combination of AEC (10 %) with CQ (1.5 %) was more effective in reducing
					mycelial growth (&gt; 93 %). All treatments were effective in inhibiting spore
					production (&gt; 94 %) compared to control (agar). CQ combined with AEC was more
					effective by inhibiting the germ tube elongation (&gt; 98 %) compared to the
					individual treatments (&lt; 48 %). The modified Gompertz model showed an
					adequate fit for both temperature ranges (&gt; 98-99 %), observing significant
					differences (<italic>p</italic> ≤ 0.05) between the variables maximum speed
						(<italic>Vmax</italic>) and latency period (ƛ), however all treatments
					showed a fungistatic effect on the mycelial development of <italic>R.
						stolonifer</italic>. The combination of AEC and CQ can be an eco-friendly
					alternative against soft rot in soursop fruits.</p>
			</trans-abstract>
			<kwd-group xml:lang="es">
				<title>Palabras clave:</title>
				<kwd>biopolímero</kwd>
				<kwd>mesocarpio</kwd>
				<kwd>Cocos nucifera</kwd>
				<kwd>fitopatógeno</kwd>
				<kwd>antifúngico</kwd>
			</kwd-group>
			<kwd-group xml:lang="en">
				<title>Keywords:</title>
				<kwd>biopolymer</kwd>
				<kwd>mesocarp</kwd>
				<kwd>Cocos nucifera</kwd>
				<kwd>phytopathogen</kwd>
				<kwd>antifungal</kwd>
			</kwd-group>			
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				<ref-count count="60"/>
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			</counts>
		</article-meta>
	</front>
	<body>
		<sec sec-type="intro">
			<title>Introducción</title>
			<p>La guanábana (<italic>Annona muricata</italic> L.<italic>)</italic> es uno de los
				cultivos con mayor importancia en algunas regiones tropicales del planeta (<xref
					ref-type="bibr" rid="B33">Mishra, Ahmad, Kumar &amp; Sharma, 2013</xref>),
				caracterizada por su pulpa con alto contenido de azúcares y compuestos bioactivos
				promotores de la salud (<xref ref-type="bibr" rid="B60">Zorofchian <italic>et
						al.</italic>, 2015</xref>). Actualmente, el estado de Nayarit es considerado
				como el principal productor de guanábana en México, al generar grandes expectativas
				de crecimiento dentro del sector agrícola (<xref ref-type="bibr" rid="B50">SIAP,
					2019</xref>), sin embargo, la alta susceptibilidad a infecciones fúngicas ha
				sido una limitante para su comercialización a nivel nacional e internacional (<xref
					ref-type="bibr" rid="B8">Berumen-Varela, Hernández- Oñate, Tiznado-Hernández,
					2019</xref>). <italic>Rhizopus stolonifer</italic> es un hongo filamentoso del
				orden de los Mucorales identificado como el principal agente causal del deterioro
				fúngico durante el periodo postcosecha del fruto de guanábana dentro del estado de
				Nayarit (<xref ref-type="bibr" rid="B44">Ramos-Guerrerro <italic>et al.</italic>,
					2018</xref>). Este tipo de enfermedades han sido relacionadas con una alta
				dependencia al uso de fungicidas químicos, representando un grave riesgo para la
				salud humana y el ambiente (<xref ref-type="bibr" rid="B51">Singh &amp; Sharma,
					2018</xref>). Debido a lo anterior, se ha buscado el desarrollo de alternativas
				no contaminantes que permitan el control de estos fitopatógenos y que sean seguras
				para el consumidor (<xref ref-type="bibr" rid="B20">González-Estrada <italic>et
						al.</italic>, 2020</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B25">Jiménez-Zurita
						<italic>et al.,</italic> 2017</xref>).</p>
			<p>En la <italic>última</italic> década, el quitosano surgió como una opción potencial
				para la prevención y el tratamiento de algunas de las principales enfermedades
				fúngicas asociadas a frutos tropicales (<xref ref-type="bibr" rid="B21"
					>Gutiérrez-Martínez <italic>et al.</italic>, 2018</xref>). Este polisacárido
				alcalino con propiedades fungicidas, filmogénicas e inductoras (<xref
					ref-type="bibr" rid="B46">Romanazzi, Feliziani &amp; Sivakumar, 2018</xref>), es
				obtenido a partir de la desacetilación parcial de la quitina presente en algunos
				hongos y exoesqueletos de crustáceos mediante extracción química o enzimática (<xref
					ref-type="bibr" rid="B7">Betchem, Nana &amp; Wang, 2019</xref>).</p>
			<p>Anteriormente, se reportó la aplicación del quitosano grado reactivo con diferentes
				pesos moleculares (1.74x10<sup>4</sup> - 3.07x10<sup>4</sup> Da) para la inhibición
				del crecimiento micelial de <italic>R. stolonifer</italic> (30-99 %), destacándose
				su elevado costo de aplicación y su limitada escalabilidad en campo (<xref
					ref-type="bibr" rid="B23">Hernández- Laurzado <italic>et al</italic>.,
					2008</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B44">Ramos-Guerrero <italic>et
						al</italic>., 2018</xref>). Aunque no existen suficientes estudios que
				comparen la actividad antifúngica entre distintos productos y grados de pureza del
				polímero (<xref ref-type="bibr" rid="B16">Feliziani <italic>et al</italic>.,
					2013</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B59">Zhang <italic>et al</italic>. ,
					2019</xref>), sin embargo, la aplicación del quitosano grado comercial ha
				demostrado ser una alternativa económica y efectiva para la protección de los
				productos agrícolas en postcosecha (<xref ref-type="bibr" rid="B40">Pagliarulo
						<italic>et al</italic>., 2015</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B56">Xing
						<italic>et al</italic>., 2018</xref>). De igual forma, la biocompatibilidad
				del quitosano con otros antifúngicos naturales, como podrían ser los compuestos
				bioactivos presentes en algunos extractos vegetales (<xref ref-type="bibr" rid="B3"
					>Bajic <italic>et al</italic>., 2019</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B52"
					>Siripatrawan &amp; Harte, 2010</xref>), puede generar un mejor espectro de
				acción antifúngico mediante la mejora de las propiedades funcionales del polímero,
				así como una mayor estabilidad de los compuestos activos incorporados en su matriz
				polimérica (<xref ref-type="bibr" rid="B36">Nallamuthu, Devi &amp; Khanum,
					2015</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B51">Singh &amp; Sharma, 2018</xref>;
					<xref ref-type="bibr" rid="B54">Woranuch, Yoksan &amp; Akashi, 2014</xref>;
					<xref ref-type="bibr" rid="B55">Xie, Hu, Wang &amp; Zeng, 2014</xref>). El
				aprovechamiento de los subproductos agrícolas como fuente de compuestos bioactivos
				con potencial antifúngico puede representar una alternativa sustentable para el
				control de las principales enfermedades fúngicas en frutos tropicales (<xref
					ref-type="bibr" rid="B17">Fiore &amp; Cigic, 2019</xref>; <xref ref-type="bibr"
					rid="B45">Ribeiro-da Silva <italic>et al</italic>., 2014</xref>). En este
				sentido, se han reportado la presencia del <italic>ácido clorogénico</italic>,
				flavonoides, alcoholes y otros compuestos orgánicos derivados del metabolismo
				secundario en plantas y en los extractos acuosos del mesocarpio del coco
					(<italic>Cocos nucifera</italic> L.) (<xref ref-type="bibr" rid="B1"
					>Aguilar-Méndez, Campos-Arias, Quiroz-Reyes &amp; Ronquillo-de Jesús
				2019</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B13">Cortés-Rivera, González-Estrada &amp;
					Blancas-Benítez, 2019</xref>a; <xref ref-type="bibr" rid="B14">Dey, Chakraborty
					&amp; Mitra, 2005</xref>). Estos compuestos bioactivos se han asociado
				ampliamente con la capacidad de inhibir el desarrollo y la proliferación de algunos
				patógenos fúngicos importantes como <italic>Botrytis cinerea, Penicillium expansum,
					P. digitatum</italic> y <italic>R. stolonifer</italic> (<xref ref-type="bibr"
					rid="B11">Corato, Salimbeni, De Pretis, Avella &amp; Patruno, 2017</xref>; <xref
					ref-type="bibr" rid="B28">Lagrouh, Dakka &amp; Bakri, 2017</xref>). En un
				estudio reciente, se reportó la reducción del desarrollo micelial de <italic>P.
					italicum</italic> en un 80 %, as<italic>í</italic> como la disminución en la
				esporulación en un 98 % y la germinación de esporas en un 99 % mediante la
				aplicación del extracto acuoso del mesocarpio del coco <italic>in vitro</italic>
					(<xref ref-type="bibr" rid="B13">Cortés- Rivera, Blancas-Benítez, Romero-Islas,
					Gutiérrez-Martínez &amp; González-Estrada, 2019b</xref>). El objetivo del
				presente trabajo de investigación fue evaluar el efecto antifúngico del quitosano y
				los extractos acuosos del mesocarpio de <italic>C. nucifera</italic> aplicados
				individualmente y en combinación sobre el desarrollo <italic>in vitro</italic> de
					<italic>R. stolonifer</italic>.</p>
		</sec>
		<sec sec-type="materials|methods">
			<title>Materiales y métodos</title>
			<sec>
				<title>Materia prima</title>
				<p>El mesocarpio del coco (<italic>Cocos nucifera</italic> L. var. Criollo) fue
					adquirido en la ciudad de San Blas, Nayarit, México (21°32′23″N 105°17′08″O) con
					productores locales; seleccionando muestras con madurez de consumo y sin
					presencia de daños durante la cosecha. Las muestras se procesaron en polvo fino
					de acuerdo con el procedimiento descrito por <xref ref-type="bibr" rid="B13"
						>Cortés-Rivera <italic>et al</italic>. (2019</xref>a). Se usó quitosano
					comercial (PM = &gt; 3.01 x 104 Da, cp = 200, 90 % de desacetilación, América
					Alimentos S.A. de C.V., Zapopan, Jalisco, México) para los ensayos.</p>
			</sec>
			<sec>
				<title>Preparación del extracto acuoso y soluciones de quitosano</title>
				<p>Las extracciones acuosas del mesocarpio se llevaron a cabo mediante el método
					propuesto por <xref ref-type="bibr" rid="B13">Cortés-Rivera <italic>et
							al.,</italic> (2019</xref>a) con algunas modificaciones, 500 mg de
					mesocarpio en polvo se añadieron en 25 mL de agua destilada estéril y se mantuvo
					bajo agitación constante a 300 rpm durante 1 h, el extracto se centrifugó
					(Hermle Z326 K, EE. UU.) a 6,000 rpm, durante 10 minutos a 4 <sup>o</sup>C y se
					recuperaron los sobrenadantes.</p>
				<p>Los extractos obtenidos se filtraron usando un filtro de jeringa estéril (Unidad
					de filtro Millex-HN; 0,45 µm de diámetro de poro) y las soluciones se
					almacenaron en tubos estériles a 4 ºC. Las soluciones de QC se prepararon en
					concentraciones de 0.5, 1.0 y 1.5 % (p/v) empleando una solución de vinagre
					blanco como disolvente y 7% de ácido acético (Member’s Mark, México) al 10 %
					(v/v), las soluciones se sometieron a agitación constante durante 24 h, y el pH
					se ajustó a 5.6 con una solución de NaOH 1 N, añadiendo 0.1 mL de Tween 80
					(Sigma-Aldrich, MO, USA) como tensoactivo. Las interacciones consistieron en
					mezclas detalladas a continuación: QC 0.5 % + EAC 1 %, QC 1 % + EAC 5 % y QC 1.5
					% + EAC 10 %, las soluciones se esterilizaron por separado en autoclave durante
					(15 min, a 121 oC, 15 PSI) posteriormente se mezclaron usando un vórtice (Vortex
					Genie 2, Scientific Industries, EE. UU.) hasta obtener una mezcla homogénea.</p>
			</sec>
			<sec>
				<title><bold>Reactivación de <italic>Rhizopus stolonifer</italic>
					</bold></title>
				<p><italic>R. stolonifer</italic> fue aislado de los tejidos de la guanábana
					infectados e identificado por ensayo molecular mediante la amplificación de las
					regiones ARNr 18s y 28s (<xref ref-type="bibr" rid="B44">Ramos- Guerrero
							<italic>et al</italic>., 2018</xref>), posteriormente fue reactivado
					agregando 40 µL de una suspensión de esporas (1x106 esporas/ mL) en cajas Petri
					y en un medio enriquecido con guanábana, las cajas fueron incubadas a 25 ± 2 ºC
					durante 8 días, el medio de cultivo se preparó mezclando 24 g de agar
					bacteriológico (MCD LABMR) con 56 g de cáscara y pulpa de guanábana en madurez
					de consumo por litro (L) de agua destilada estéril.</p>
			</sec>
			<sec>
				<title>Inhibición del crecimiento micelial</title>
				<p>Para la realización de esta prueba se cortaron discos de 10 mm de diámetro de
					cultivos de <italic>R. stolonifer</italic> con 4 días de desarrollo y se
					depositaron en cajas de Petri que contenían los tratamientos con diferentes
					concentraciones de EAC (1, 5, 10 % v/v), QC (0.5, 1.0 y 1.5 % w/v) y las
					combinaciones (QC 0.5 % + EAC 1 %, QC 1 % + EAC 5 % y QC 1.5 % + EAC 10 %). Las
					cajas se incubaron a 25 ± 2 °C durante 2 días, las placas control (agar)
					consistieron solo en agar enriquecido con guanábana. Se empleó un control
					positivo utilizando un fungicida regional para el tratamiento de la guanábana,
					Tiabendazol a 300 ppm (MERTECT® 340 F, ADAMA Ltd., México) y un control negativo
					empleando vinagre al 10 % ajustado a un pH de 5.6 con NaOH 1N. Los resultados se
					reportaron como porcentaje de inhibición del crecimiento micelial en comparación
					con el control (Agar).</p>
			</sec>
			<sec>
				<title>Inhibición de la esporulación</title>
				<p>El efecto de los tratamientos en el proceso de esporulación se evaluó usando las
					cajas de Petri como el medio en donde se midió el crecimiento del micelio, se
					añadieron 10 mL de agua destilada estéril, y se realizó una ruptura por
					frotación del micelio usando una varilla de vidrio estéril para liberar las
					esporas. La suspensión se filtró en una gasa estéril y la concentración de
					esporas se determinó mediante un recuento microscópico utilizando un
					hemocitómetro (Paul Marienfeld GmbH &amp; Co., Alemania). Para cada tratamiento,
					se realizaron 100 observaciones utilizando un microscopio óptico (Motic
					Instruments Inc. BA300, Canadá). Los resultados se expresaron como número de
					esporas/mL.</p>
			</sec>
			<sec>
				<title>Germinación de las esporas</title>
				<p>La germinación de las esporas se evaluó depositando 100 µL de una suspensión con
					las esporas (1×105 esporas/ mL) en discos de medio de guanábana adicionados con
					los tratamientos. Las muestras se incubaron a 25 ± 2 °C durante 4 h y se
					observaron microscópicamente, se analizaron 100 esporas por disco. Las esporas
					se consideran germinadas cuando el tubo germinal tiene al menos el doble del
					diámetro de una espora (<xref ref-type="bibr" rid="B44">Ramos-Guerrero
							<italic>et al</italic>., 2018</xref>). Los resultados se expresaron en
					porcentajes.</p>
			</sec>
			<sec>
				<title>Modelo de crecimiento</title>
				<p>Se modeló el desarrollo radial de <italic>R. stolonifer</italic> sobre los
					diferentes tratamientos utilizando los rangos de temperatura reportados para el
					almacenamiento del fruto de guanábana. Se empleó el método descrito por <xref
						ref-type="bibr" rid="B39">Ochoa-Velasco<italic>,</italic> Navarro-
							Cruz<italic>,</italic> Vera-López<italic>,</italic> Palou &amp;
						Avila-Sosa (2017)</xref> con algunas modificaciones utilizando cajas Petri
					en un medio de cultivo de guanábana adicionado con las diferentes
					concentraciones de los EAC, el QC y sus combinaciones. Las cajas Petri fueron
					inoculadas en el centro con 100 µL de la suspensión con esporas
						(1×10<sup>5</sup> esporas/mL) y se almacenaron a temperatura de
					almacenamiento (25 ºC) y de refrigeración a 15 ºC. Se tomaron fotografías del
					crecimiento radial en periodos de 2 horas y las capturas fueron binarizadas y
					fraccionadas en imágenes de círculos concéntricos de crecimiento progresivo
					hasta la colonización completa de la caja Petri. La cinética de crecimiento
					radial fue ajustada con el Software Find Graph (UNIPIZ Lab, 1.960, EE. UU.)
					ajustando las curvas a un modelo modificado de Gompertz mediante la siguiente
					ecuación:</p>
				<p>
					<disp-formula id="e1">
						<alternatives>
							<graphic xlink:href="1405-888X-tip-24-e293-g001.gif"/>
							<mml:math>
								<mml:mi>L</mml:mi>
								<mml:mi>n</mml:mi>
								<mml:mfrac>
									<mml:mrow>
										<mml:msub>
											<mml:mrow>
												<mml:mi>N</mml:mi>
											</mml:mrow>
											<mml:mrow>
												<mml:mi>t</mml:mi>
											</mml:mrow>
										</mml:msub>
									</mml:mrow>
									<mml:mrow>
										<mml:msub>
											<mml:mrow>
												<mml:mi>N</mml:mi>
											</mml:mrow>
											<mml:mrow>
												<mml:mn>0</mml:mn>
											</mml:mrow>
										</mml:msub>
									</mml:mrow>
								</mml:mfrac>
								<mml:mo>=</mml:mo>
								<mml:mi>A</mml:mi>
								<mml:mi> </mml:mi>
								<mml:mi>e</mml:mi>
								<mml:mi>x</mml:mi>
								<mml:mi>p</mml:mi>
								<mml:mfenced separators="|">
									<mml:mrow>
										<mml:mo>-</mml:mo>
										<mml:mi>e</mml:mi>
										<mml:mi>x</mml:mi>
										<mml:mi>p</mml:mi>
										<mml:mfenced separators="|">
											<mml:mrow>
												<mml:msub>
												<mml:mrow>
												<mml:mi>V</mml:mi>
												</mml:mrow>
												<mml:mrow>
												<mml:mi>m</mml:mi>
												<mml:mi>á</mml:mi>
												<mml:mi>x</mml:mi>
												</mml:mrow>
												</mml:msub>
												<mml:mi>*</mml:mi>
												<mml:mfrac>
												<mml:mrow>
												<mml:mi>e</mml:mi>
												</mml:mrow>
												<mml:mrow>
												<mml:mi>A</mml:mi>
												</mml:mrow>
												</mml:mfrac>
												<mml:mfenced separators="|">
												<mml:mrow>
												<mml:mi mathvariant="normal">ƛ</mml:mi>
												<mml:mo>-</mml:mo>
												<mml:mi mathvariant="normal">t</mml:mi>
												</mml:mrow>
												</mml:mfenced>
												<mml:mo>+</mml:mo>
												<mml:mn>1</mml:mn>
											</mml:mrow>
										</mml:mfenced>
									</mml:mrow>
								</mml:mfenced>
							</mml:math>
						</alternatives>
					</disp-formula>
				</p>
				<p>Donde:</p>
				<p><italic>N</italic>
					<sub>
						<italic>t</italic>
					</sub> = Crecimiento en el tiempo (t).</p>
				<p><italic>N</italic>
					<sub>0</sub> =Crecimiento en el tiempo (0).</p>
				<p><italic>V</italic>
					<sub>
						<italic>máx</italic>
					</sub> = Tasa de crecimiento máxima específica.</p>
				<p><italic>A</italic> = Crecimiento máximo en la fase estacionaria.</p>
				<p>ƛ = Duración de la fase de latencia.</p>
				<p>Los parámetros del modelo se estimaron mediante un análisis de regresión
					utilizando el software Statistica 10.0 para Windows. El valor del error
					cuadrático medio (MSE) y el coeficiente de determinación (R<sup>2</sup>) se
					usaron para determinar la fiabilidad del ajuste del modelo.</p>
			</sec>
			<sec>
				<title>Análisis estadístico</title>
				<p>Se realizó un diseño unifactorial completamente al azar para determinar las
					diferencias significativas entre los tratamientos utilizados de EAC, QC y las
					combinaciones. Para las pruebas de inhibición del crecimiento micelial, modelado
					de crecimiento y esporulación se utilizaron cinco cajas de Petri y cinco discos
					de agar en las pruebas de germinación de las esporas. Los experimentos se
					repitieron dos veces de manera independiente. El ANOVA (análisis de varianza) de
					los datos se aplicó utilizando el software Statistica versión 10.0 para Windows.
					Las diferencias entre las medias de los datos se compararon mediante la prueba
					de Fisher LSD, las diferencias (<italic>p</italic> ≤ 0.05) se consideraron
					significativas.</p>
			</sec>
		</sec>
		<sec sec-type="results|discussion">
			<title>Resultados y discusión</title>
			<sec>
				<title>Inhibición del crecimiento micelial</title>
				<p>El crecimiento micelial de <italic>R. stolonifer</italic> fue significativamente
					diferente (<italic>p</italic> ≤ 0.05) dependiendo del tipo de tratamiento
					utilizado después de 2 días de incubación (<xref ref-type="table" rid="t1">Tabla
						I</xref>). En comparación con el control (agar), todas las concentraciones
					de los EAC tuvieron un efecto en la reducción del desarrollo micelial de
						<italic>R. stolonifer</italic> (<xref ref-type="fig" rid="f1">Figura
						1</xref>). Se observó un mejor resultado a una concentración del 10 % (58.81
					± 6.48 % de inhibición). Estudios previos evaluaron la actividad antifúngica, de
					los extractos acuosos de diferentes subproductos agrícolas (hojas, tallos y
					semillas), sobre el crecimiento micelial de <italic>R. stolonifer,</italic>
					reportando una efectividad <italic>in vitro</italic> inferior al 10 % de
					inhibición (<xref ref-type="bibr" rid="B4">Bautista- Baños, Hernández-López,
						Díaz-Pérez &amp; Cano-Ochoa, 2000</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B32"
						>Medda, Hajra, Dey, Bose &amp; Mondal, 2014</xref>), que podría estar
					relacionada a diferencias en el perfil fitoquímico de los tejidos utilizados
					para realizar la extracción (<xref ref-type="bibr" rid="B2">Aqil <italic>et
							al</italic>., 2010</xref>), sugiriéndose además una mayor
					susceptibilidad de <italic>R. stolonifer</italic> al interactuar con extractos
					ricos en compuestos fenólicos, flavonoides, terpenos, alcoholes y alcaloides
						(<xref ref-type="bibr" rid="B9">Bhagwat &amp; Datar, 2014</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B29">Manenji, Mudyiwa, Midzi &amp; Tsodzo, 2017</xref>;
						<xref ref-type="bibr" rid="B49">Shreya, Hajra, Dey, Bose &amp; Mondal,
						2014</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B57">Yang &amp; Jiang, 2015</xref>).
					En este sentido, se reportó un alto contenido en ácidos hidroxicinámicos, ácido
					clorogénico, galocatequina y algunos alcoholes de cadena corta relacionados con
					la actividad antifúngica en los EAC (<xref ref-type="bibr" rid="B1"
						>Aguilar-Méndez <italic>et al</italic>., 2019</xref>; <xref ref-type="bibr"
						rid="B13">Cortés-Rivera, 2019</xref>a; <xref ref-type="bibr" rid="B14">Dey
							<italic>et al.</italic>, 2005</xref>). Aunque el mecanismo de acción de
					estas moléculas orgánicas no se encuentra totalmente esclarecido, el potencial
					antifúngico de estos metabolitos secundarios se ha relacionado con la presencia
					de anillos aromáticos y grupos reactivos capaces de interactuar con las
					moléculas polares presentes en la membrana fúngica, produciendo su rápida
					permeabilización y generando alteraciones a nivel intracelular relacionadas con
					la inactivación de las enzimas del metabolismo basal y disrupción de la membrana
					mitocondrial (<xref ref-type="bibr" rid="B10">Cerqueira, Barcellos, Machado,
						Aires &amp; Dummer, 2015</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B30">Martínez
							<italic>et al</italic>., 2017</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B34"
						>Mohamed, Saleh, Abdel-Farid &amp; El-Naggar, 2016</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B31">Masih, Peter &amp; Tripathi, 2014</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B58">Zaker, 2016</xref>).</p>
				<p>
					<table-wrap id="t1">
						<label>Tabla I</label>
						<caption>
							<title>Porcentaje de inhibición del crecimiento micelial, esporulación y
								germinación de las esporas de <italic>R. stolonifer</italic>
								expuesto a diferentes tratamientos por 2 días a 25 ± 2 oC.</title>
						</caption>
						<table frame="hsides" rules="groups">
							<colgroup>
								<col/>
								<col/>
								<col/>
								<col/>
							</colgroup>
							<thead>
								<tr>
									<th align="justify">Tratamientos</th>
									<th align="justify">Inhibición del crecimiento micelial (%)</th>
									<th align="justify">Esporulación (esporas/mL)</th>
									<th align="justify">Inhibición de la germinación (%)</th>
								</tr>
							</thead>
							<tbody>
								<tr>
									<td align="justify">Control</td>
									<td align="justify">0.0 ± 0.0<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">2.85x106 ± 0.53<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">0.0 ± 0.0a</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">Vinagre 10 %</td>
									<td align="justify">0.0 ± 0.0<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">2.73x106 ± 0.48<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">0.0 ± 0.0<sup>a</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">Tiabendazol 300 ppm</td>
									<td align="justify">100.0 ± 0.04<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.0 ± 0.0<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">100.0 ± 0.01b</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">EAC 1 %</td>
									<td align="justify">48.32 ± 6.77<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">1.4x105 ± 0.97<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">48.5 ± 6.53<sup>c</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">EAC 5 %</td>
									<td align="justify">51.13 ± 6.48<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.85x105 ± 0.81<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">66.33 ± 6.12<sup>d</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">EAC 10 %</td>
									<td align="justify">58.81 ± 6.48<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">0.55x105 ± 0.6<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">70.5 ± 2.16<sup>e</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 0.5 %</td>
									<td align="justify">67.12 ± 7.45<sup>e</sup></td>
									<td align="justify">0.45x105 ± 0.64<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">98.66 ± 1.75<sup>f</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1 %</td>
									<td align="justify">83.27 ±2.90<sup>f</sup></td>
									<td align="justify">0.35x105 ± 0.41<sup>e</sup></td>
									<td align="justify">99.33 ± 0.81<sup>f</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1.5 %</td>
									<td align="justify">87.77 ± 3.10<sup>g</sup></td>
									<td align="justify">0.2x105 ± 0.25<sup>f</sup></td>
									<td align="justify">99.66 ± 0.5<sup>f</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 0.5 % + EAC 1 %</td>
									<td align="justify">79.44 ± 3.32<sup>f</sup></td>
									<td align="justify">0.15x105 ± 0.23<sup>f</sup></td>
									<td align="justify">99.66 ± 0.51<sup>f</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1 % + EAC 5 %</td>
									<td align="justify">91.10 ± 1.84<sup>g</sup></td>
									<td align="justify">0.1x105 ± 0.21<sup>f</sup></td>
									<td align="justify">99.83 ± 0.40<sup>f</sup></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1.5 % +EAC 10 %</td>
									<td align="justify">94.68 ± 2.15<sup>h</sup></td>
									<td align="justify">0.05x105 ± 0.15<sup>f</sup></td>
									<td align="justify">99.83 ± 0.40<sup>f</sup></td>
								</tr>
							</tbody>
						</table>
						<table-wrap-foot>
							<fn id="TFN1">
								<p>Los valores seguidos de la misma letra no son significativamente
									diferentes con un riesgo del 5%. Promedio de diez réplicas ±
									desviación estándar.</p>
							</fn>
						</table-wrap-foot>
					</table-wrap>
				</p>
				<p>
					<fig id="f1">
						<label>Figura 1</label>
						<caption>
							<title>Crecimiento micelial de <italic>R. stolonifer</italic> expuesto a
								diferentes tratamientos durante 2 días a 25 ± 2 ºC.</title>
						</caption>
						<graphic xlink:href="1405-888X-tip-24-e293-gf1.gif"/>
					</fig>
				</p>
				<p>No se observaron diferencias significativas (<italic>p &lt; 0.05</italic>) entre
					el control (Agar) y el control negativo (vinagre 10 %) descartando la actividad
					antifúngica del vinagre. El QC a concentraciones del 1.5 % mostró mayor
					inhibición (87.77 ± 3.10 %). Anteriormente, fue reportada la capacidad del
					quitosano para interactuar con las membranas fúngicas de <italic>R.
						stolonifer</italic> produciendo permeabilización y pérdida del contenido
					celular (proteínas y aminoácidos), causando graves alteraciones bioquímicas y
					morfológicas que dificultan el proceso de infección y desarrollo de las hifas
					expuestas (<xref ref-type="bibr" rid="B18">García-Rincón <italic>et
						al</italic>., 2010</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B19">Ghaouth, Arul,
						Asselin &amp; Benhamou, 1992</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B20"
						>González-Estrada <italic>et al</italic>., 2020</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B21">Gutiérrez- Martínez <italic>et al</italic>.,
						2018</xref>).</p>
				<p>Previas investigaciones concluyen que la aplicación del quitosano de bajo peso
					molecular (&lt; 2.5x104 Da) puede producir un mayor efecto inhibitorio sobre el
					desarrollo micelial de <italic>R. stolonifer</italic> (hasta 99%) a partir de
					concentraciones del 1.5 % (<xref ref-type="bibr" rid="B23">Hernández-Lauzardo
							<italic>et al.,</italic> 2008</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B44"
						>Ramos-Guerrero <italic>et al.,</italic> 2018</xref>).</p>
				<p>La efectividad del quitosano con base en el peso molecular se ha relacionado con
					el número de cargas positivas capaces de interactuar de manera electrostática
					con la pared del patógeno afianzando su actividad antifúngica (<xref
						ref-type="bibr" rid="B46">Romanazzi <italic>et al</italic>., 2018</xref>).
					El quitosano de alto peso molecular tiene una menor presencia de grupos amino
					disponibles en sus cadenas largas debido a posibles entrelazamientos que
					explican su menor efectividad <italic>in vitro</italic> (<xref ref-type="bibr"
						rid="B16">Feliziani <italic>et al</italic>., 2013</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B37">Niaounakis, 2014</xref>). Los EAC y el QC no
					demostraron ser completamente efectivos en aplicaciones individuales en
					comparación con el control positivo (100 ± 0.0 % de inhibición), sin embargo, la
					combinación del QC al 1.5 % con los EAC al 10 % resultó ser más efectiva (94.68
					± 2.15 %). Se ha reportado el efecto aditivo o sinérgico de las propiedades
					funcionales del quitosano al ser combinado con diferentes extractos vegetales
						(<xref ref-type="bibr" rid="B15">Duran <italic>et al</italic>., 2016</xref>;
						<xref ref-type="bibr" rid="B27">Khalifa, Barakat, El-Mansy &amp; Soliman,
						2017</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B35">Muzzalupo, Badolati,
						Chiappetta, Picci &amp; Muzzalupo, 2020</xref>; <xref ref-type="bibr"
						rid="B47">Sabaghi, Maghsoudlou, Khomeiri &amp; Ziaiifar, 2015</xref>). Las
					investigaciones realizadas mencionan una asociación estable del quitosano con
					algunos compuestos fenólicos mediante interacciones hidrofóbicas, apilamiento
					π-π, enlaces múltiples de hidrógeno o uniones covalentes entre los grupos
					reactivos del quitosano y los grupos polares de los compuestos fenólicos (<xref
						ref-type="bibr" rid="B52">Siripatrawan &amp; Harte, 2010</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B55">Xie <italic>et al.</italic>, 2014</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B24">Jiao <italic>et al.</italic>, 2019</xref>). </p>
				<p>La aplicación de tratamientos que reduzcan o inhiban el rápido desarrollo
					micelial de <italic>R. stolonifer</italic> puede ser una estrategia efectiva
					para el control de las pudriciones blandas en frutos; así como también la
					afectación de condiciones favorables para la captación de nutrientes se les
					relaciona con una disminución en la patogenicidad de este hongo (<xref
						ref-type="bibr" rid="B42">Petrasch <italic>et al</italic>.,
					2019</xref>).</p>
			</sec>
		</sec>
		<sec>
			<title>Esporulación</title>
			<p>La producción de esporas en <italic>R. stolonifer</italic> fue significativamente
				diferente entre los tratamientos (<italic>p</italic> ≤ 0.05) después de 2 días de
				incubación. En la <xref ref-type="table" rid="t1">Tabla I</xref> se muestra la
				concentración de esporas por tratamiento. No se encontró diferencia significativa
					(<italic>p</italic> &gt; 0.05) entre el control (agar) y el control negativo
				(vinagre 10 %). Los tratamientos de EAC y QC aplicados individualmente demostraron
				ser efectivos con valores superiores al 90 % de inhibición. En estudios previos se
				observó que la aplicación de los extractos acuosos ricos en ácidos fenólicos puede
				tener un mayor efecto sobre los procesos de esporulación en <italic>R.
					stolonifer</italic> (<xref ref-type="bibr" rid="B4">Bautista-Baños <italic>et
						al</italic>., 2000</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B5">Bautista-Baños,
					Hernández-López &amp; Bosquez- Molina<italic>,</italic> 2004</xref>). Esto puede
				deberse a un posible daño estructural en las membranas celulares, así como
				alteraciones en la actividad enzimática relacionada con los procesos de adaptación y
				diferenciación de las estructuras formadoras de esporas (<xref ref-type="bibr"
					rid="B26">Karim <italic>et al.</italic>, 2015</xref>; <xref ref-type="bibr"
					rid="B34">Mohamed <italic>et al.</italic>, 2016</xref>).</p>
			<p>De igual forma, se observó una reducción similar en la capacidad de producción de las
				esporas de <italic>R. stolonifer</italic> (&lt; 99 %) al entrar en contacto con el
				quitosano de alto peso molecular a partir de concentraciones de 0.5 % (<xref
					ref-type="bibr" rid="B18">García- Rincón <italic>et al.,</italic> 2010</xref>).
				Esto puede ser por la capacidad del quitosano para producir desequilibrios en la
				homeostasis iónica del Ca2+ y K+ en la célula fúngica, produciendo el escape de los
				nucleótidos, fosfatos, sustratos de reacciones enzimáticas relacionados con la
				respiración, los procesos de diferenciación, así como a la producción de esporas
					(<xref ref-type="bibr" rid="B6">Bautista- Baños, Ventura-Aguilar, Correa-Pacheco
					&amp; Corona-Rangel, 2017</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B41">Peña, Sánchez
					&amp; Calahorra, 2013</xref>).</p>
			<p>No se observaron diferencias significativas (<italic>p</italic> ≤ 0.05) entre las
				combinacionesdelos EACconel QCdemostrandoserefectivas respecto al control positivo.
				La aplicación de tratamientos que permitan la inhibición de los procesos de
				esporulación en hongos filamentosos, es una estrategia importante en la ruptura del
				ciclo de infección de los patógenos fúngicos (<xref ref-type="bibr" rid="B22">Hee-
					Soo &amp; Jae-Hyuk, 2012</xref>), en este sentido, la aplicación del QC y los
				EAC puede ayudar a reducir la virulencia <italic>de R. stolonifer</italic> sobre
				frutos susceptibles a su ataque.</p>
			<sec>
				<title>Germinación de las esporas</title>
				<p>El porcentaje de germinación de las esporas en <italic>R. stolonifer</italic> fue
					significativamente diferente entre las concentraciones de los EAC
						(<italic>p</italic> ≤ 0.05) después de 4 h de incubación (<xref
						ref-type="table" rid="t1">Tabla I</xref>) y la concentración del 10 % de EAC
					resulto ser más efectiva (70.5 ± 2.16 % de inhibición). El proceso de
					germinación de las esporas es un evento importante para la infección por hongos,
					los extractos acuosos ricos en compuestos fenólicos como el ácido clorogénico
					podrían inducir a una mayor inhibición de los mecanismos de germinación, al
					suprimir la transducción de señales relacionada con la actividad enzimática de
					las esporas (<xref ref-type="bibr" rid="B26">Karim <italic>et al.</italic>,
						2015</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B34">Mohamed <italic>et
						al.</italic>, 2016</xref>).</p>
				<p>Todos los tratamientos con QC fueron más efectivos para inhibir el proceso de
					germinación de las esporas (≥ 98.66 ± 1.75 % de inhibición). Se conoce un patrón
					entre el peso molecular del quitosano y su efecto sobre los procesos de
					germinación de las esporas en algunos hongos filamentosos, por consiguiente la
					aplicación del quitosano de alto peso molecular demostró mejores resultados
					contra <italic>R. stolonifer</italic> (<xref ref-type="bibr" rid="B18"
						>García-Rincón <italic>et al.</italic>, 2010</xref>; <xref ref-type="bibr"
						rid="B44">Ramos-Guerrero <italic>et al.,</italic> 2018</xref>). Esta mayor
					inhibición se relaciona con la capacidad que tienen los grupos amino (-NH2)+
					presentes en las moléculas del quitosano para interactuar con las cargas
					negativas de la membrana celular de la espora, causando cambios en su
					permeabilidad y alteraciones a nivel intracelular dificultando el proceso de
					germinación (<xref ref-type="bibr" rid="B20">González-Estrada <italic>et
							al.,</italic> 2020</xref>). No se observaron diferencias significativas
						(<italic>p</italic> ≤ 0.05) entre las combinaciones del extracto acuoso con
					el quitosano.</p>
				<p>La germinación de las esporas es considerada como la etapa más importante en la
					infección y propagación de un patógeno fúngico (<xref ref-type="bibr" rid="B13"
						>Cortés-Rivera <italic>et al</italic>., 2019</xref>b), la inhibición de este
					proceso puede representar un daño importante sobre los mecanismos y estrategias
					de proliferación de <italic>R. stolonifer.</italic></p>
			</sec>
			<sec>
				<title>Modelo de crecimiento</title>
				<p>La ecuación modificada de Gompertz mostró un buen ajuste en la descripción del
					desarrollo micelial de <italic>R. stolonifer</italic> sobre los diferentes
					tratamientos, observándose un coeficiente de determinación promedio
						(R<sup>2</sup>) de 0.997 ± 0.005 para ambas temperaturas de almacenamiento
					(15 <sup>o</sup>C/25 <sup>o</sup>C). Debido a que <italic>R. stolonifer</italic>
					presenta un crecimiento lineal a partir de 40 µm de longitud del tubo germinal,
					este modelo matemático puede determinar de manera adecuada las principales
					variables involucradas en la cinética de desarrollo de este patógeno (<xref
						ref-type="bibr" rid="B38">Nikkhah<italic>,</italic>
							Hashemi<italic>,</italic> Habibi &amp; Farhoosh, 2017</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B43">Pitt &amp; Hocking, 2009</xref>). El análisis
					estadístico demostró diferencias significativas (<italic>p</italic> ≤ 0.05)
					entre las variables de velocidad máxima (<italic>V</italic>
					<sub>
						<italic>máx</italic>
					</sub> ) y el periodo de latencia (ƛ) dependiendo del tipo de tratamiento
					aplicado (<xref ref-type="table" rid="t2">Tabla II</xref>). Las concentraciones
					más altas de los EAC (10 %) y el QC (1.5 %) produjeron un mayor aumento sobre la
					fase de latencia (ƛ) del patógeno, así como una mayor reducción en la tasa de
					crecimiento máximo (<italic>V</italic>
					<sub>
						<italic>máx</italic>
					</sub>
					<italic>:</italic>); sin embargo, los tratamientos combinados de los EAC con el
					QC demostraron ser más efectivos al reducir estos parámetros al mínimo en ambas
					temperaturas de almacenamiento.</p>
				<p>
					<table-wrap id="t2">
						<label>Tabla II</label>
						<caption>
							<title>Parámetros modificados del modelo de Gompertz para curvas de
								crecimiento de <italic>R. stolonifer</italic> expuesto a diferentes
								tratamientos y temperaturas.</title>
						</caption>
						<table frame="hsides" rules="groups">
							<colgroup>
								<col/>
								<col span="4"/>
							</colgroup>
							<tbody>
								<tr>
									<td align="justify" rowspan="3"><bold>Tratamientos</bold></td>
									<td align="center" colspan="6"><bold>Parámetros de Gompertz
										</bold></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="center" colspan="2"><bold>
											<italic>Vm</italic>á<italic>x</italic>
										(mm/h)</bold></td>
									<td align="center" colspan="2"><bold>ƛ (h) </bold></td>
									<td align="center" colspan="2"><bold>Variabilidad (R2 adj.)
										</bold></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify"><bold>15 <sup>o</sup>C</bold></td>
									<td align="justify"><bold>25 <sup>o</sup>C</bold></td>
									<td align="justify"><bold>15 <sup>o</sup>C</bold></td>
									<td align="justify"><bold>25 <sup>o</sup>C</bold></td>
									<td align="justify"><bold>15 <sup>o</sup>C</bold></td>
									<td align="justify"><bold>25 <sup>o</sup>C</bold></td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">Control</td>
									<td align="justify">0.067 <bold>±</bold> 0.02<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">0.266 <bold>±</bold> 0.09<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">1.271 <bold>±</bold> 0.42<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">0.022 <bold>±</bold> 0.01<sup>a</sup></td>
									<td align="justify">0.991</td>
									<td align="justify">0.994</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 0.5 %</td>
									<td align="justify">0.060 <bold>±</bold> 0.01<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.230 <bold>±</bold> 0.05<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">2.620 ± 0.61<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.825 ± 0.06<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.997</td>
									<td align="justify">0.986</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1 %</td>
									<td align="justify">0.057 <bold>±</bold> 0.01<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.218 <bold>±</bold> 0.04<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">2.818 ± 0.74<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">1.025 ± 0.09<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.996</td>
									<td align="justify">0.981</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1.5 %</td>
									<td align="justify">0.056 <bold>±</bold> 0.01<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.212 <bold>±</bold> 0.02<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">3.002 ± 0.83<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">1.193 ± 0.14<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.997</td>
									<td align="justify">0.984</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">EAC 1 %</td>
									<td align="justify">0.063 <bold>±</bold> 0.02<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.245 <bold>±</bold> 0.07<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">2.069 ± 0.64<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.692 ± 0.11<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.995</td>
									<td align="justify">0.991</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">EAC 5 %</td>
									<td align="justify">0.062 <bold>±</bold> 0.02<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.239 <bold>±</bold> 0.06<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">2.525 ± 0.41<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.766 ± 0.21<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.996</td>
									<td align="justify">0.990</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">EAC 10 %</td>
									<td align="justify">0.060 <bold>±</bold> 0.01<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.228 <bold>±</bold> 0.05<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">2.546 ± 0.31<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.954 ± 0.18<sup>b</sup></td>
									<td align="justify">0.988</td>
									<td align="justify">0.988</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 0.5 % + EAC 1 %</td>
									<td align="justify">0.057 <bold>±</bold> 0.02<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.226 <bold>±</bold> 0.09<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">2.640 ± 0.38<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">1.401 ± 0.23<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">0.996</td>
									<td align="justify">0.983</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1 % + EAC 5 %</td>
									<td align="justify">0.056 <bold>±</bold> 0.01<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">0.217 <bold>±</bold> 0.04<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">2.916 ± 0.42<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">1.945 ± 0.28<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">0.996</td>
									<td align="justify">0.986</td>
								</tr>
								<tr>
									<td align="justify">QC 1.5 % +EAC 10 %</td>
									<td align="justify">0.054 <bold>±</bold> 0.01<sup>e</sup></td>
									<td align="justify">0.202 <bold>±</bold> 0.01<sup>e</sup></td>
									<td align="justify">3.020 ± 0.78<sup>c</sup></td>
									<td align="justify">2.272 ± 0.33<sup>d</sup></td>
									<td align="justify">0.998</td>
									<td align="justify">0.982</td>
								</tr>
							</tbody>
						</table>
						<table-wrap-foot>
							<fn id="TFN2">
								<p>Los valores seguidos de la misma letra no son significativamente
									diferentes con un riesgo del 5 %. Promedio de diez réplicas ±
									desviación estándar. <italic>V</italic>
									<sub>
										<italic>máx</italic>
									</sub> : tasa de crecimiento específica máxima, ƛ: duración de
									la fase de latencia.</p>
							</fn>
						</table-wrap-foot>
					</table-wrap>
				</p>
				<p>Existen pocos informes que describan el efecto de los antifúngicos orgánicos
					mediante modelos matemáticos, pero se conoce que la aplicación de activos
					naturales de manera combinada produce un mayor rango de acción sobre <italic>R.
						stolonifer</italic> al modificar los principales parámetros cinéticos
					asociados con su desarrollo micelial (ƛ,<italic>V</italic>
					<sub>
						<italic>máx</italic>
					</sub> ) (<xref ref-type="bibr" rid="B39">Ochoa-Velasco <italic>et al.</italic>,
						2017</xref>). Aunque los mecanismos asociados con la adaptación y el
					desarrollo de <italic>R. stolonifer</italic> al interactuar con los
					compuestosfenólicosnoseencuentrantotalmenteesclarecidos, estos podrían implicar
					afecciones sobre los mecanismos de transporte y/o cambios en los mecanismos
					celulares que conducen a la incorporación de proteínas y polisacáridos en la
					zona de extensión de la hifa (<xref ref-type="bibr" rid="B53">Suwanamornler,
						Sangchote, Chinsirikul, Sane &amp; Chonhenchob, 2018</xref>). De igual
					forma, se sabe de la capacidad del quitosano para afectar variables como la tasa
					de crecimiento máxima de <italic>R. stolonifer</italic>, así como prolongar la
					fase de latencia (ƛ), debido a modificaciones en el plasma celular y
					alteraciones graves en la membrana, que conducen a un aumento en los periodos de
					adaptación y diferenciación del patógeno (<xref ref-type="bibr" rid="B23"
						>Hernández-Lauzardo <italic>et al.</italic>, 2008</xref>; <xref
						ref-type="bibr" rid="B18">García-Rincón <italic>et al.</italic>,
					2010</xref>).</p>
				<p>La temperatura influyó en mayor medida sobre la dinámica de crecimiento de
						<italic>R. stolonifer,</italic> sin embargo, todos los tratamientos
					aplazaron la curva de desarrollo del patógeno (<xref ref-type="fig" rid="f2"
						>Figura 2</xref>), esta adaptación a temperaturas bajas y presencia de
					compuestos antifúngicos se podría deber a características morfológicas y
					estructurales como la presencia de hifas cenocíticas carentes de septos, capaces
					de permitir una translocación rápida de organelos y una mayor absorción de
					nutrientes, permitiendo el desarrollo de <italic>R. stolonifer</italic> en
					condiciones de estrés (<xref ref-type="bibr" rid="B43">Pitt &amp; Hocking,
						2009</xref>; <xref ref-type="bibr" rid="B48">Sardella, Gatt &amp;
						Valdramidis, 2018</xref>). Los parámetros de crecimiento determinan el valor
					de su utilidad al evaluar la actividad antifúngica del QC y los EAC sobre los
					procesos de infección de <italic>R. stolonifer</italic> en frutos de
					guanábana.</p>
				<p>
					<fig id="f2">
						<label>Figura 2</label>
						<caption>
							<title>Cinética de crecimiento de <italic>R. stolonifer</italic>. A)
								Dinámica de crecimiento a 15 ºC. B) Dinámica de crecimiento a 25 ºC.
								N = Diámetro promedio de la colonia en el tiempo h, N0 = Diámetro de
								la colonia en el tiempo 0.</title>
						</caption>
						<graphic xlink:href="1405-888X-tip-24-e293-gf2.gif"/>
					</fig>
				</p>
			</sec>
		</sec>
		<sec sec-type="conclusions">
			<title>Conclusiones</title>
			<p>La combinación de los EAC con el QC produce un mayor efecto inhibitorio sobre el
				crecimiento micelial, esporulación y germinación de las esporas en <italic>R.
					stolonifer</italic>, así como una mayor modificación en los parámetros cinéticos
				de crecimiento Vmáx y ƛ. Todos los tratamientos producen un efecto fungistático
				sobre <italic>R. stolonifer</italic> y las combinaciones de los tratamientos
				muestran un comportamiento sinérgico de manera <italic>in vitro</italic>, que pueden
				utilizarse en futuras evaluaciones contra la pudrición suave en la guanábana
					(<italic>A. muricata</italic>) y como una alternativa ecológica para la
				reducción de la patogenicidad y la virulencia de <italic>R. stolonifer</italic>.</p>
		</sec>
	</body>
	<back>
		<ack>
			<title>Agradecimientos</title>
			<p>Los autores agradecen al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) por la
				beca otorgada (731233) a Héctor Javier Cortés Rivera.</p>
		</ack>
		<ref-list>
			<title>Referencias</title>
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					<year>2019</year>
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						and antimicrobial properties</article-title>
					<source>Rev. FCA UNCUYO</source>
					<volume>50</volume>
					<issue>112</issue>
					<ext-link ext-link-type="uri"
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