tipTIP. Revista especializada en ciencias
químico-biológicasTIP1405-888XUniversidad Nacional Autónoma de México, Facultad de Estudios
Superiores Zaragoza0000410.22201/fesz.23958723e.2021.300Artículos originalesEstabilidad oxidativa y contenido de compuestos fenólicos durante el
almacenamiento del salvado de sorgo (Sorghum bicolor (L.)
Moench) extrudidoOxidative stability and content of phenolic compounds during
storage of extruded sorghum (Sorghum bicolor (L.) Moench)
branOrtiz-CruzRaquel Alejandra1Ramírez-WongBenjamín2*Sánchez-MachadoDalia Isabel2Ledesma-OsunaAna Irene2Torres-ChávezPatricia Isabel2Montaño-LeyvaBeatriz2López-CervantesJaime3Posgrado en Ciencia y Tecnología de Alimentos
Universidad de SonoraUniversidad de SonoraPosgrado en Ciencia y Tecnología de AlimentosSonoraMéxicoDepartamento de Investigación y Posgrado en
Alimentos, Universidad de Sonora, Blvd. Luis Encinas y Rosales s/n, Col. Centro.
Hermosillo 83000, Sonora, México. Universidad de SonoraUniversidad de SonoraSonoraMéxicoDepartamento de Biotecnología y Ciencias
Alimentarias, Instituto Tecnológico de Sonora, Cd. Obregón 85000, Sonora,
México. Instituto Tecnológico de SonoraInstituto Tecnológico de SonoraDepartamento de Biotecnología y Ciencias
AlimentariasSonoraMéxico*E-mail: bramirez@guaymas.uson.mx
Conflicto de intereses Los autores declaran que no hay conflictos de interés.
202124e3001406202012032021Este es un artículo publicado en acceso abierto bajo una licencia
Creative CommonsResumen
El salvado de sorgo posee una alta capacidad antioxidante debido a su elevado
contenido de compuestos fenólicos. Durante el decorticado del grano para la
obtención del salvado, pueden presentarse reacciones de oxidación lipídica que
deterioran su calidad. Para evitar esto, se emplean procesos de estabilización
como la extrusión. El objetivo de este trabajo fue evaluar los cambios químicos
en los compuestos fenólicos y la capacidad antioxidante del salvado de sorgo
rojo extrudido. Los salvados de sorgo crudo (SC) y extrudido (SE) se almacenaron
durante 42 días para poder evaluar los cambios químicos (índice de peróxidos, pH
y ácidos grasos libres), en los compuestos fenólicos, su capacidad antioxidante
y la presencia de ácidos fenólicos. El tipo de salvado fue el factor que más
afectó los resultados de las evaluaciones químicas. La calidad del SE fue más
estable en comparación con la del SC, el cual tuvo cambios significativos de
ácidos grasos libres e índice de peróxidos. El contenido de compuestos fenólicos
y la capacidad antioxidante de ambos tipos de salvado no se modificaron
significativamente (p > 0.05) por efecto del tiempo de almacenamiento, sin
embargo, el SE presentó niveles superiores en compuestos fenólicos y capacidad
antioxidante que el SC. El proceso de extrusión del salvado de sorgo retarda la
oxidación enzimática y mejora la extracción de los compuestos fenólicos.
Abstract
Sorghum bran has a high antioxidant capacity due to the high concentrations of
phenolic compounds. During decortication of the sorghum grain to obtain the
bran, lipid oxidation reactions may occur that cause deterioration in its
quality. To avoid this, thermal stabilization processes such as extrusion are
used. The objective of this work was to evaluate chemical, stability of phenolic
compounds and antioxidant capacity changes of extruded red sorghum bran. Raw
sorghum bran (SC) and extruded (SE) sorghum bran were stored for 42 days and
chemical (peroxide index, pH, free fatty acid), phenolic compounds, antioxidant
capacity and phenolic acids determinations were carried out. The type of bran
was the factor that most affected results of the chemical evaluations. The SE
showed greater stability in quality than the SC, which had significant changes
in free fatty acid and peroxide index. The content of phenolic compounds and the
antioxidant capacity of both types of bran were not modified by the effect of
storage. However, the SE presented higher levels of both parameters than the SC.
The sorghum bran extrusion process retards enzymatic oxidation of lipids and
improves the extraction of phenolic compounds.
Palabras clave:salvado de sorgoextrusióncapacidad antioxidantecompuestos fenólicosalmacenamientoKeywords:sorghum branextrusionantioxidant capacityphenolic compoundsstorageIntroducción
En la actualidad se ha incrementado la demanda y la necesidad por desarrollar
alimentos funcionales debido a las modificaciones y necesidades dietarias, dietas
libres de gluten o por la búsqueda de hábitos alimenticios saludables. Algunos
cereales que han sido estudiados ampliamente por sus beneficios a la salud son el
trigo, la avena y el arroz. En los últimos años se ha propuesto el uso de cereales
no convencionales como el sorgo, para su uso e inclusión en la dieta humana (Rocchetti et al., 2020).
El sorgo es un cereal utilizado principalmente para la alimentación animal; sin
embargo, en gran parte de África y Asia es un alimento básico para el consumo humano
a nivel de subsistencia (FAO, 2017). En
México, la producción de sorgo en el año 2017 fue de
aproximadamente 4.8 millones de toneladas ocupando el cuarto lugar en producción a
nivel mundial; además, en el mismo año fue el segundo grano más producido en el país
(FAOSTAT, 2019). Es un cereal rico en fitoquímicos promotores de la salud, como son
los ácidos fenólicos, antocianinas, proantocianidinas y otros flavonoides. Estos
compuestos se caracterizan por presentar alta capacidad antioxidante y se encuentran
concentrados en las capas externas del grano, lo que se conoce como fracción de
salvado (Dicko, Gruppen, Traoré, Voragen & van
Berkel, 2006; Rocchetti
et al., 2020).
En la búsqueda de un mayor aprovechamiento de los compuestos antioxidantes, se
obtiene el salvado mediante procesos como el decorticado, que consiste en la
separación de las capas externas del resto del grano (endospermo) (Chen, Dunfor & Goad, 2013). Durante el
proceso de decorticado o blanqueado de cereales, se llevan a cabo reacciones de
oxidación lipídica, que provocan el deterioro de la calidad tanto del salvado como
de los productos que de él se generan (Frankel,
1984; Malekian, 2000). Los lípidos
se encuentran presentes en un 7 a 9%, incluyendo a los triacilglicéridos, ácidos
grasos libres, policosanoles, aldehídos grasos, esteroles libres, ésteres de cera y
ésteres de esteroles, siendo los triacilglicéridos los componentes mayoritarios
(Da Silva & Taylor, 2004; Weller & Hwang, 2005). Los ácidos grasos
poliinsaturados (PUFA, por sus siglas en inglés) se encuentran en mayor proporción
(> 84%), porque el aceite de sorgo es más susceptible a la oxidación (Hadbaoui, Djeridane, Yousfi, Saidi & Nadjemi,
2010). Las reacciones de autooxidación son una de las causas del
deterioro de los lípidos, que traen consigo características indeseables en los
alimentos, como son sabores y olores desagradables (rancidez) (Moure et al., 2001). Para evitar el daño por
oxidación lipídica y mantener al salvado en estado óptimo, se han empleado procesos
llamados de estabilización de salvado, que pueden ser métodos químicos, térmicos o
enzimáticos (Prabhakar & Venkatesh,
1986). Los métodos térmicos han resultado más eficaces porque además de
retrasar o impedir la oxidación lipídica, pueden mejorar la digestibilidad proteica
y la eficiencia alimentaria de los productos (Luzardo-Ocampo et al, 2020).
Uno de los procesos más utilizados para la estabilización y mejora de la
digestibilidad del salvado es la extrusión térmica, un proceso de cocción rápida a
altas temperaturas, que logra mantener la calidad del salvado almacenado por más
tiempo, en comparación con otros métodos de estabilización (Porta, 1993). Diversos autores han reportado que el tratamiento
de extrusión térmica reduce la actividad de las enzimas lipolíticas, retardando la
liberación de los ácidos grasos, el incremento de la acidez, y por lo
tanto extendiendo la vida de anaquel en harinas de sorgo (Meera, Bhashyam & Ali, 2011), harinas de mijo (Nantanga, Seetharaman, Kock &Taylor, 2008)
y avena (Lehtinen, Kiiliäinen, Lehtomäki &
Laakso, 2003). Sharma,
Kaur, Dar & Singh (2014) procesaron el salvado de diferentes cereales
(trigo, avena, arroz y cebada) por métodos térmicos como calentamiento húmedo,
calentamiento en seco, microondas y extrusión para almecenarlos por seis meses. Los
autores reportaron que, entre los métodos evaluados, la extrusión fue el proceso de
estabilización más eficaz.
Además de estos beneficios, el proceso de extrusión puede promover la liberación de
compuestos fenólicos, que se encuentran principalmente ligados por enlaces éster a
la matriz alimentaria y de esta forma potencian las propiedades bioactivas de los
compuestos, como la actividad antioxidante (Zielinski, Kozlowska & Lewczuk, 2001, Wang, He & Chen, 2014). Algunos autores han reportado los
efectos del proceso de extrusión sobre el contenido de los compuestos fenólicos en
cereales. Ti et al., (2015)
observaron un incremento del 17 % en el contenido de compuestos fenólicos totales de
arroz extrudido. Ramos- Enríquez et
al., (2018) obtuvieron salvado de trigo extrudido a 140 y
180 °C reportando un incremento en el contenido de compuestos fenólicos ligados y
totales. Ortiz-Cruz et al.,
(2020) observaron también un incremento en el contenido de compuestos
fenólicos libres en salvado de sorgo extrudido a 160 °C y humedad de alimentación
del 30 %. Estos autores, sugieren que el incremento en la concentración de
compuestos fenólicos se debe al proceso de extrusión, que puede promover la
liberación de los mismos con potencial antioxidante.
El objetivo de este trabajo fue evaluar los cambios químicos, contenido de compuestos
fenólicos y la capacidad antioxidante del salvado sorgo rojo extrudido, y determinar
su estabilidad oxidativa a diferentes tiempos de almacenamiento.
Materiales y métodosMateria Prima
El sorgo rojo (Sorghum bicolor (L.) Moench) utilizado en el
estudio se obtuvo de la cosecha 2016 de Los Mochis, Sinaloa, México. Los granos
de sorgo se limpiaron manualmente, eliminando todo tipo de impurezas y
posteriormente se almacenaron en bolsas negras de polietileno, a temperatura de
refrigeración y en completa oscuridad hasta su uso. La composición química del
grano de sorgo se determinó siguiendo los métodos aprobados internacionalmente
por la AACC (2000). El reactivo de
Folin-Ciocalteu se obtuvo de Merck, Darmstall, Germany; el radical DPPH
(2,2-difenil-1- picrilhidracilo), el Trolox y los estándares de ácido cafeico,
ácido ferúlico y ácido p-cumárico se adquirieron de Sigma-
Aldrich, St. Louis, MO. Los solventes fueron grado HPLC (metanol, acetonitrilo,
ácido trifluoroacético y agua). Los demás reactivos químicos fueron grado
analítico (JT Baker Deventer, The Netherlands).
Obtención del Salvado
La obtención del salvado de sorgo se realizó de acuerdo al procedimiento
reportado por Ortiz-Cruz et al.
(2020). En un corto lapso de tiempo los lotes de 2 kg de grano se
sometieron al proceso de molienda abrasiva durante 65 s, utilizando un mini
decorticador tipo PRL (Laboratorio Prairie Regional, Nutana Machine Co.,
Saskatoon,Canadá). La fracción del salvado fue molida en un molino de mortero
(Retsch RM 200, Haan, Alemania) y se pasó a través de una malla de 0.5 mm.
Proceso de Extrusión del Salvado de Sorgo
El acondicionamiento del salvado de sorgo, extrusión, secado y molienda se
llevaron a cabo siguiendo la metodología reportada por Ortiz-Cruz et al., (2020). A continuación,
se describirán brevemente cada una de las etapas del proceso.
Acondicionamiento. El salvado de sorgo se homogenizó en una
mezcladora (Kitchen Aid, Modelo MK45SSWH, St. Joseph, Michigan, USA) durante 5
min a 1,250 rpm. Durante el mezclado se acondicionó a 30% de humedad (p/p) con
agua destilada. Posteriormente se almacenó en una bolsa de polietileno a 4 °C en
oscuridad, durante 12 horas.
Proceso de Extrusión. Con el salvado de sorgo acondicionado se
alimentó al extrusor bajo las siguientes condiciones: tornillo número 2
(relación de compresión nominal 2:1); velocidad del tornillo de 100 rpm;
velocidad de alimentación de la tolva de 50 rpm; y diámetro de apertura del dado
de 3 mm. El proceso se llevó a cabo en un extrusor de un solo tornillo
(Brabender Instruments, Modelo E19/25 D, OHG, Duisburg, Alemania) con cuatro
zonas de calentamiento. Las temperaturas dentro del barril fueron de 60, 80, 110
y 160 °C, respectivamente. Estas condiciones del proceso fueron las óptimas para
obtener salvado extrudido con la máxima concentración de compuestos fenólicos y
capacidad antioxidante (Ortiz-Cruz et
al., 2020).
Secado y Molienda. El salvado de sorgo extrudido se enfrió a
temperatura ambiente de (25 °C), y se secó a 60 °C durante 30 min en un secador
de túnel. Una vez seco, se molió en un molino de mortero (Retsch RM 200, Haan,
Alemania) hasta pasar a través de una malla de 0.5 mm.
Estabilidad oxidativa del Salvado de Sorgo Extrudido Ocho lotes de
100 g de salvado de sorgo extrudido (SE) y sin extrudir o crudo (SC) se
empacaron en bolsas de papel Kraft de 7 x 13 cm. Las bolsas conteniendo el
salvado de sorgo se almacenaron durante 42 días a 25 °C en oscuridad dentro de
una incubadora, con el fin de mantenerlas aisladas de corrientes de aire. Cada
21 días se tomaron muestras de los dos tipos de salvado de sorgo, con el
propósito de hacer evaluaciones químicas, de los compuestos fenólicos y su
capacidad antioxidante.
Evaluaciones Químicas
Desgrasado de las Muestras. Los lípidos de los dos tipos de salvado
de sorgo almacenado se obtuvieron mediante reflujo con hexano, en agitación
durante 5 h. Los extractos se filtraron para eliminar la fracción harinosa y el
disolvente se evaporó para la obtención de los lípidos, los cuales
inmediatamente se colocaron en viales ámbar a 4 °C. Las fracciones desgrasadas
(harinosa) se almacenaron a -20 °C para la obtención de extractos
metanólicos.
Acidez Titulable. Se llevó a cabo utilizando el método Ca 5a-40 de
la AOCS (1989) con algunas modificaciones. Se mezclaron 0.1 g de aceite, 0.5 mL
de alcohol etílico al 95 % y 3 gotas de fenolftaleína para titular con una
solución de NaOH al 0.1 N.
pH. Se determinó en las muestras de ambos tipos de salvado de sorgo
utilizando el método 02-52 de la AACC
(2000). A 10 g de muestra se le agregaron 100 mL de agua
recientemente hervida y a temperatura ambiente, se agitó por 10 minutos hasta
lograr su completa homogeneización. Después de 15 min de reposo, se decantó el
sobrenadante y se le determinó el pH con un potenciómetro (HANNA Instruments,
modelo HI110).
Ácidos Grasos Libres. Se llevó a cabo en muestras de ambos tipos de
salvado de sorgo siguiendo el método Ca 5a-40 de la AOCS (1989) con
modificaciones. Se pesaron 0.1 g de muestra y se adicionó 0.5 mL de alcohol
etílico al 95 % neutralizado con álcali y 3 gotas de fenolftaleína. Se tituló
con una solución de NaOH al 0.1 N. El resultado fue que el porcentaje de ácidos
grasos libres fue calculado como ácido oleico (%).
Índice de Peróxidos. Alas muestras de ambos tipos de salvado de
sorgo se les determinó el índice de peróxidos siguiendo el método Cd 8-53 de la
AOCS (1989) con modificaciones. Se
pesaron 0.2 g de aceite y se añadió 30 µL de KI y 1.2 mL de solución de ácido
acético/cloroformo; se agitó vigorosamente por 1 min. Se adicionaron 1.2 mL de
agua y 3 gotas de almidón, para titular con una solución de tiosulfato de sodio
al 0.01 N. Los resultados se reportaron como meq de peróxido por kg de
muestra.
Perfil de Ácidos Grasos
Los ácidos grasos (AG) fueron determinados por cromatografía de gases,
cuantificados en ambos tipos de sorgo en forma de metilésteres (FAMEs). Los
ácidos grasos se metilaron siguiendo el procedimiento de Sánchez- Machado et al. (2004), con
modificaciones. Específicamente se pesaron 200 mg de salvado de sorgo en un tubo
con rosca, se adicionaron 2 mL de tolueno y 3 mL de HCl metanólico al 5% recién
preparado. Esta mezcla se agitó en el vórtex y se calentó por 2 horas a 70 °C en
baño de agua. Después se enfrió a temperatura ambiente, y se añadieron 3 mL de
K2CO3 al 6% y 2 mL de tolueno, seguido de agitación en el vórtex. La mezcla se
centrifugó a 2,400 rpm por 5 minutos, después se separó la fase orgánica
(superior) y se secó con Na2SO4 anhidro. El cromatógrafo de gases (VARIAN 3800)
está equipado con un detector de ionización de flama (FID) y una columna capilar
CP-Sil 88 (100 m x 0.25 mm, Agilent). Las condiciones de operación fueron:
volumen de inyección, 6.0 µL; temperatura del inyector, 250 °C; gas portador,
helio; y temperatura del detector, 260 ºC. El gradiente de temperatura en el
horno de la columna inicio en 100 ºC por 5 minutos, seguido por incrementos de 4
ºC/min hasta 240 ºC, permaneciendo así por 30 min. Los picos individuales de los
ácidos grasos se identificaron por comparación de los tiempos de retención de
los AG del estándar de referencia (Supelco 37). La abundancia relativa de cada
AG se estima en proporción al área del pico identificado.
Contenido de Compuestos Fenólicos y Capacidad Antioxidante
Extracción de compuestos fenólicos libres y unidos. Se mezcló 1 g de
cada tipo de salvado (molido y desgrasado) con 15 mL de metanol acuoso al 80%,
se sonicó (Branson Ultrasonics, Model: 5800, U. S.) durante 1 h y se centrifugó
(Thermo Scientific™ Sorvall™ Stratos, U.S.) a 3,000 g durante 15 min. Los
sobrenadantes se separaron y los residuos se extrajeron dos veces. Las muestras
se filtraron y se evaporaron a sequedad en un evaporador rotatorio (BÜCHI
Labortechnik, AG) a 40 °C. Posteriormente, los extractos se disolvieron en 5 mL
de metanol al 50%. Los residuos de esta extracción se utilizaron para la
obtención de los extractos metanólicos de compuestos fenólicos unidos. Enseguida
100 mg del residuo se mezcló con 15 mL de NaOH 2 N y se sonicó por 3 h, se
ajustó el pH de 1.5-2 y se le agregó el doble del volumen de acetato de etilo,
se agitó vigorosamente por 2 min y se centrifugó. Los sobrenadantes se separaron
y los residuos se extrajeron dos veces más. Las muestras se evaporaron a
sequedad en un evaporador rotatorio a 40 °C. Posteriormente los extractos se
disolvieron en 5 mL de metanol al 50% (Awika,
Rooney, Wu, Prior & Cisneros- Zevallos, 2003).
Contenido de Compuestos Fenólicos. El contenido de compuestos
fenólicos se determinó en los extractos de fenoles libres y unidos de los dos
tipos de sorgo. Se mezclaron 150 µL de reactivo de Folin-Ciocalteu con 120 µL de
carbonato de sodio 7 % y 5 µL de muestra y se incubó por 1 h. La absorbancia fue
leída a 765 nm (xMark Microplate Spectrophotometer System, US). El estándar
utilizado fue ácido gálico, y los resultados se expresaron en microgramos de
equivalentes de ácido gálico por gramo de muestra (µgEAG/g) (Kaluza, McGrath, Roberts & Schoeder,
1980).
Actividad secuestrante del radical DPPH. El ensayo DPPH
(2,2-difenil-1-picrilhidrazilo) se basa en una reacción colorimétrica en la que
el radical estable DPPH pierde su color al ser reducido por acción de un
antioxidante. Describimos brevemente, que el ensayo consistió en disolver 2.5 mg
de radical DPPH en 100 mL de metanol, se ajustó la solución a una absorbancia de
0.7+/-0.2. Enseguida a 280 µL de solución del radical se le agregaron 20 µL de
cada una de las muestras. Después de 30 min a temperatura ambiente y en
obscuridad se leyó la absorbancia de cada una de las muestras contra blanco
reactivo (Brand-Williams, Cuvelier & Berset,
1995). Esto se midió con un espectrofotómetro de UV visible (xMark
Microplate Spectrophotometer System, US) a 515 nm. Los resultados se expresaron
en micro moles equivalentes de Trolox por gramo de muestra (µmolET/g).
Identificación de los Ácidos Cafeico, p-Cumárico y
Ferúlico Los ácidos fenólicos fueron cuantificados con un equipo de
HPLC-DAD (Agilent 1,200, Santa Clara, CA), usando una columna de fase reversa
Zorbax Eclipse Plus C18, 4.6 mm x 100 mm (3.5 μm), de acuerdo con la metodología
descrita por Ayala-Soto, Serna-Saldívar,
García-Lara & Pérez-Carrillo (2014), con modificaciones. Las
condiciones de operación fueron: volumen de inyección, 5.0 µL, temperatura de la
columna de 30 °C. El gradiente de elución escalonado se realizó con agua
acidificada con ácido trifluoroacético a pH 2 (A) y acetonitrilo (B) de la
siguiente manera: a los 0 min 15 % B; a los 10 min 35 % B; a los 11 min 55 % B,
a una velocidad de flujo de 0.6 mL/min; a los 12 min 75 % B con velocidad de
flujo de 0.8 mL/min; a los 13 min 100 % B con velocidad de flujo de 1.0 mL/min,
a 25 °C. La identificación de los picos de los ácidos ferúlico,
p-cumárico y cafeico se basó en el tiempo de retención de
los estándares.
Diseño de Experimentos y Análisis Estadístico
Se utilizó un diseño de experimento factorial de 3x2. Los factores fueron: tiempo
de almacenamiento con 3 niveles (0, 21 o 42 días) y tipo de salvado con 2
niveles (SC ó SE). A todos los datos hasta aquí citados se les realizó un
análisis de varianza (ANDEVA) con un nivel de confiabilidad del 95%. Para
observar diferencias entre medias de tratamientos específicos se utilizó la
prueba de Tukey con un nivel de significancia del 95%. El análisis estadístico
se llevó a cabo con el paquete estadístico SAS (SAS Institute Inc., Cary, NC,
USA, 2002).
Resultados y discusiónAnálisis químico del Grano de Sorgo
El análisis químico del contenido del grano de sorgo arrojó los siguientes
resultados: humedad 3.05%, cenizas (base seca) 1.62%, grasa
cruda (base seca) 4.0%, proteínas 11.69% (base seca). y el contenido de humedad
del salvado de sorgo 7.26%.
Perfil de Ácidos Grasos del Salvado de Sorgo
El contenido de grasa en el salvado de sorgo crudo fue de 7.24%. El análisis de
varianza no muestra diferencias significativas en el contenido de grasa con
respecto al tipo de salvado (SC o SE). En la Tabla I se presentan los ácidos grasos encontrados en el salvado de
sorgo crudo y en el salvado de sorgo extrudido. Los ácidos grasos
poliinsaturados se encontraron en mayor concentración, con un 22%, siendo el
ácido linoleico (18:2n6) el predominante en este grupo al presentar un (45%).
Los ácidos grasos monoinsaturados representan un 17%, donde el más abundante es
el ácido oleico (18:1) con 34%. Dentro del grupo de los ácidos grasos saturados
(2.2%), el ácido palmítico (16:0) se encuentra en un 15%.
Perfil de ácidos grasos (% del total) encontrados en salvado de
sorgo crudo y salvado de sorgo extrudido.
Ácido graso
Tratamiento
Salvado crudo
Salvado extrudido
C13:0
0.12 ± 0.00
0.18 ± 0.09
C14:0
0.09 ± 0.01
0.09 ± 0.02
C15:0
0.04 ± 0.01
-
C16:0
15.38 ± 0.01
15.99 ± 0.42
C16:1
0.45 ± 0.01
0.46 ± 0.02
C17:0
0.07 ± 0.00
0.07 ± 0.00
C18:0
1.51 ± 0.11
1.40 ± 0.03
C18:1n9 c
34.77 ± 0.01
34.10 ± 0.36
C18: 2n6 c
44.74 ± 0.12
45.25 ± 0.25
C20:0
0.27 ± 0.01
0.23 ± 0.01
C18:3n6
0.16 ± 0.02
0.09 ± 0.04
C20:1n9
0.20 ± 0.01
0.19 ± 0.00
C18:3n3, C21:0
1.36 ± 0.02
1.21 ± 0.02
C22:0
0.14 ± 0.01
0.29 ± 0.06
C20:3n3, C20:4n6
nd
0.19 ± 0.11
C24:0
nd
nd
C24:1n9
nd
nd
C22:6n3
0.71 ± 0.05
0.32 ± 0.21
Los valores son la media de dos
repeticiones ± la desviación estándar. Nd: no
detectado.
Altas concentraciones de ácidos grasos poliinsaturados se asocian con la pérdida
de la calidad del salvado y un menor tiempo de almacenamiento. Esto debido a que
el grupo de ácidos grasos son más susceptibles a las reacciones de autooxidación
causantes del deterioro de los lípidos, que dan lugar, como ya se mencionó, a
características indeseables en los alimentos, como son sabores y olores
desagradables (rancidez) (Moure et
al., 2001). Por esta razón, se han propuesto diversos
métodos de estabilización para mantener al salvado en estado óptimo.
Estabilidad del Salvado de Sorgo Almacenado
De acuerdo con el análisis de varianza, el tipo de salvado fue el
factor que más afectó a la acidez y el pH, seguido por el tiempo de
almacenamiento y la interacción de ambos factores.
En la Tabla II se presenta el resultado de
los valores de acidez y pH obtenidos en diferentes períodos de tiempo de
almacenamiento del salvado de sorgo (salvado de sorgo crudo (SC) y salvado de
sorgo extrudido (SE)).
Cambios de acidez y pH en diferentes períodos de tiempo de
almacenamiento del salvado de sorgo extrudido (SE) y salvado de
sorgo control (SC).
Almacenamiento (Días)
Tipo de Salvado
Acidez (%)
pH
0
SC
0.018 ± 0.0003ab
6.53 ± 0.01aa
SE
0.017 ± 0.0009ab
6.40 ± 0.01cc
21
SC
0.017 ± 0.0003ab
6.41 ± 0.04bc
SE
0.016 ± 0.0006b
6.47 ± 0.01abc
42
SC
0.020 ± 0.0012ª
6.41 ± 0.04bc
SE
0.019 ± 0.0006ª
6.49 ± 0.01ab
Los valores son la media de tres
repeticiones ± la desviación estándar. Letras distintas
dentro de cada columna indican diferencias significativas (p
< 0.05).
Acidez Titulable. En la Tabla
II se observa un incremento significativo (p < 0.05) en la acidez
titulable del SC, de 0.018% (día 0) a 0.02 % (día 42), mientras que en el SE no
se presentaron diferencias significativas (p > 0.05) por el período de tiempo
de almacenamiento. Esto puede deberse a que en el SC aún siguen activas las
enzimas lipolíticas como la lipasa, que hidroliza a los triacilgliceroles para
producir glicerol y ácidos grasos libres, lo que puede reflejarse en el aumento
de la acidez (Malekian, 2000), o bien que
el método no es lo suficientemente sensible para detectar las diferencias.
pH. EL incremento o decremento del pH se asocia con la concentración
de AGL, que al incrementarse disminuye el pH de la muestra. En la Tabla II se presenta el pH del SE y SC en
diferentes períodos de tiempo de almacenamiento. Se observa que hubo diferencias
significativas tanto por el tiempo de almacenamiento como por el tipo de sorgo.
El rango del pH fue de 6.4-6.53. La tendencia de los valores del pH disminuyeron
con el período de tiempo de almacenamiento para ambos tipos de salvado de
sorgo.
Ácidos Grasos Libres. El porcentaje de ácidos grasos libres (AGL) es
un indicador de la rancidez del salvado. El Análisis de varianza indicó que los
AGL fueron afectados significativamente (p < 0.05) por el tipo de salvado, el
tiempo de almacenamiento y la interacción de ambos factores.
En la Figura 1 se presenta el efecto del
tipo de salvado y el tiempo de almacenamiento sobre los AGL. Se observa que, en
el SC, los AGL incrementan significativamente de 2.70% en el día 0 a 6.32% a los
42 días, mientras que en el SE permanecen constantes con el almacenamiento. Este
porcentaje de AGL se asocia con el incremento en el índice de acidez del día 42
del estudio (Tabla II). Se ha reportado
que el sorgo puede ser almacenado por largos periodos de tiempo cuando el grano
permanece intacto. Una vez decorticado, se libera la enzima lipasa, que degrada
a los triacilglicéridos, lo que resulta en un aumento de los ácidos grasos
libres en un período de almacenamiento corto, afectando las propiedades
fisicoquímicas del salvado (Zhang & Hamaker,
2005).
Efecto del período de tiempo de almacenamiento y el tipo de
salvado de sorgo (SE y SC) sobre el contenido de AGL. Las barras
indican desviación estándar. Elaboración propia.
El contenido de AGL en el SE permanece constante durante el tiempo de
almacenamiento, esto puede deberse al proceso de estabilización térmica al que
fue sometido por el proceso de extrusión, el cual inhibe la acción de las
enzimas lipolíticas. Sin embargo, en el SC al no ser sometido a ningún proceso
térmico, los ácidos grasos de los triacilglicéridos son susceptibles a la acción
enzimática y por esa razón probablemente se incrementa el contenido de AGL y
también la acidez (Frankel, 1984; Porta, 1993; Malekian, 2000).
Índice de Peróxidos. El índice de peróxidos es un indicador del
contenido de hidroperóxidos generados durante las primeras etapas de rancidez
oxidativa del salvado. Según la Norma para Grasas y Aceites Comestibles no
Regulados por Normas Individuales (Codex
Alimentarius, 1981), el valor del índice de peróxidos
aceptable para aceites y grasas es hasta de 10 meq/kg.
El índice de peróxidos fue afectado significativamente por el tipo
de salvado, el tiempo de almacenamiento y la interacción de ambos factores. En
la Figura 2 se presenta el efecto del tipo
de salvado y el tiempo de almacenamiento sobre el índice de peróxidos. El SC
presentó un incremento significativo en el índice de peróxidos durante el tiempo
de almacenamiento iniciando con 7.9 y finalizando en 12.3 meq/kg, mientras que
en el SE no se observaron cambios significativos con el tiempo de
almacenamiento, manteniendo los valores de índice de peróxidos dentro de los
límites aceptables. En el SE el que no haya cambiado el índice de peróxidos se
puede atribuir al proceso de extrusión, que debido a las altas temperaturas
inactivó a las enzimas causantes de la degradación lipídica (Porta, 1993).
Efecto del período de tiempo de almacenamiento y el tipo de
salvado de sorgo (SE y SC) sobre el índice de peróxidos. Las barras
indican desviación estándar. Elaboración propia.
Es importante resaltar que hay otros factores que pudieran afectar la estabilidad
oxidativa del salvado, como es el alto contenido de antioxidantes al ejercer su
efecto retardando la oxidación, así como la luz, la humedad y la
actividad del agua, que también afectarían la estabilidad lipídica, sin embargo,
son determinaciones que no se consideraron en este estudio y podrían ser parte
de investigaciones posteriores.
Efecto del Tiempo de Almacenamiento sobre los Compuestos Fenólicos y la
Capacidad Antioxidante
El salvado de sorgo se caracteriza por tener altas concentraciones de compuestos
antioxidantes, como los ácidos fenólicos. El análisis de varianza revela que el
tipo de salvado fue el factor que más afectó el contenido de los compuestos
fenólicos y su capacidad antioxidante.
En la Tabla III se presentan el efecto del
tiempo de almacenamiento sobre el contenido de los compuestos fenólicos del
salvado de sorgo crudo y extrudido. No se observan cambios significativos en los
compuestos fenólicos por efecto del tiempo de almacenamiento, sin embargo, en el
SE se muestra un mayor contenido de compuestos fenólicos. Esto puede deberse a
que el proceso de extrusión promueve la liberación de compuestos de la matriz
celular, haciéndolos más accesibles para su cuantificación en comparación con el
SC. El contenido de compuestos fenólicos del salvado de sorgo extrudido evaluado
en este estudio varía entre 24,106.92 y 28,314.81 µg EAG/g, siendo semejante a
lo reportado por Salazar et
al., (2016) para salvado de sorgo extrudido.
Cambios en el contenido de compuestos fenólicos y la capacidad
antioxidante en salvado de sorgo extrudido y salvado de sorgo crudo
en diferentes períodos de tiempo de almacenamiento.
Almacenamiento (Días)
Tipo de Salvado
FL
FU
FT
DPPH-FL
DPPH-FU
DPPH-FT
µg EAG/g
µmol ET/g
0
SC
6812.42 ± 43.70ab
19650.80 ± 0.00bc
26463.23 ± 43.70b
12.16 ± 0.35ab
43.87 ± 2.04ª
56.03 ± 1.70ab
SE
7489.72 ± 88.13ª
20825.09 ± 43.70ab
28314.81 ± 131.84ª
14.57 ± 0.39ª
40.84 ± 1.86ab
49.75 ± 0.50ªb
21
SC
6070.77 ± 371.47b
18847.34 ± 43.70c
24918.11 ± 415.17c
11.99 ± 1.22b
38.96 ± 2.39ab
50.11 ± 2.30ab
SE
6580.66 ± 327.77ab
21319.53 ± 349.62ª
27900.19 ± 21.85ª
13.61 ± 0.30ab
42.16 ± 1.59ab
60.56 ± 1.53ª
42
SC
6866.50 ± 32.78ª
17240.42 ± 742.92d
24106.92 ± 710.17c
12.31 ± 0.45ab
33.14 ± 4.25b
45.37 ± 2.01b
SE
6812.42 ± 43.70ab
19619.90 ± 437.03bc
26432.32 ± 393.32b
11.25 ± 0.67b
41.22 ± 1.86ab
48.66 ± 0.42ab
Los valores son la media de tres
repeticiones ± la desviación estándar. SC: Salvado crudo;
SE: salvado extrudido, FL: fenoles libres, FU: fenoles
unidos, FT: fenoles totales, DPPH-FL: capacidad antioxidante
de fenoles libres, DPPH-FU: capacidad antioxidante de
fenoles unidos, DPPH-FT: capacidad antioxidante de fenoles
totales. Letras distintas dentro de cada columna indican
diferencias significativas (p < 0.05).
En la Tabla III se muestra el efecto del
almacenamiento en la capacidad antioxidante del salvado de sorgo crudo y salvado
extrudido. No hubo diferencias significativas en DPPH-FL y DPPH-FU durante el
tiempo de almacenamiento teniendo valores dentro del rango de 11.25-14.57 µmol
ET/g y 33.14-43.87 µmol ET/g, respectivamente. Sin embargo, en DPPH-FT del
salvado extrudido se presentaron diferencias significativas en el día 21 con el
valor más alto (60.56 µmol ET/g) y al final del estudio se observó una
disminución de la capacidad antioxidante total del salvado crudo. La capacidad
antioxidante total del salvado de sorgo extrudido varió entre 48.66 y 60.56 µmol
ET/g, valores superiores en comparación con los reportados por Salazar et al., (2016)
(12.44 µmol ET/g).
Hu, Wang & Li (2018) estabilizaron al
salvado de trigo con vapor sobrecalentado, sin reportar diferencias
significativas en el contenido de compuestos fenólicos y la capacidad
antioxidante, lo que concuerda con los resultados obtenidos en el presente
estudio. Sin embargo, algunos autores han reportado modificaciones en el
contenido de los compuestos fenólicos de cereales que se han sometido a procesos
térmicos y que han sido almacenados hasta por seis meses. Como es el caso de
Bergonio, Lucatin, Corpuz, Ramos &
Duldulao (2016), que estabilizaron el salvado de arroz con
calentamiento seco, calentamiento húmedo y microondas, sin observar cambios en
los compuestos fenólicos durante los primeros 2 meses de almacenamiento y en el
caso de la capacidad antioxidante, reportaron un incremento a lo largo de los 6
meses de almacenamiento, atribuyendo este comportamiento a la liberación de
compuestos fenólicos unidos por posibles reacciones enzimáticas y no
enzimáticas, generando compuestos fenólicos libres. Dar, Sharma & Nayik, (2016) evaluaron la estabilidad de
los compuestos fenólicos de las botanas adicionadas con salvado de trigo, arroz
y avena almacenadas por seis meses, reportando una disminución constante del
contenido de compuestos fenólicos y capacidad antioxidante durante el tiempo de
almacenamiento, siendo más prominente durante los tres meses finales del
estudio, atribuyendo estos cambios probablemente a la dilución de los compuestos
por aumento de la humedad y a la oxidación de los mismos durante el
almacenamiento.
El comportamiento de los compuestos fenólicos durante el tiempo de almacenamiento
del presente estudio es el esperado y además favorable, pues se ha reportado que
pueden aportar actividad antioxidante, eliminando radicales libres o actuando
como quelantes de iones metálicos (promoviendo la oxidación de los lípidos), al
mejorar con esto la vida de anaquel del producto (Brennan, Brennan, Derbyshire & Tiwari , 2011).
<bold>Identificación y Caracterización de los Ácidos Cafeico,
<italic>p</italic>-Cumárico y Ferúlico</bold>
Se llevó a cabo la identificación y cuantificación de los ácidos cafeico,
p-cumárico y ferúlico en los extractos de fenoles libres
(FL) y fenoles unidos (FU) de los dos tipos de salvados, mediante la técnica de
HPLC. De acuerdo con el análisis de varianza el factor que afectó el contenido
de ácidos fenólicos fue el tipo de salvado.
La Tabla IV muestra el efecto del tiempo
de almacenamiento sobre el contenido de los ácidos fenólicos del salvado de
sorgo crudo y del salvado extrudido. No se observaron diferencias significativas
en la concentración de los compuestos por efecto del almacenamiento. En general,
los ácidos fenólicos analizados se encuentran en mayor concentración en la
fracción unida (FU), y esto es de esperarse pues se sabe que los ácidos
fenólicos se encuentran principalmente ligados a la pared celular (Acosta-Estrada, Gutiérrez-Uribe &
Serna-Saldívar, 2014). En la fracción libre (FL) del salvado de sorgo
crudo, los ácidos que predominan son el ácido cafeico y
p-cumárico y en el caso del salvado de sorgo extrudido el
compuesto predominante es el ácido ferúlico que presenta una mayor concentración
en comparación con el salvado crudo. Además, se puede observar que el salvado de
sorgo extrudido tiende a presentar una mayor concentración de los compuestos en
comparación con el salvado crudo. Este comportamiento se le puede atribuir al
proceso de extrusión, ya que se ha reportado que puede romper los enlaces
covalentes de polifenoles de alto peso molecular y además cortar matrices de la
pared celular, lo que mejora la accesibilidad de los compuestos fenólicos (Wang et al., 2014).
Además, se ha reportado que, del total de ácidos fenólicos, el ácido ferúlico se
encuentra presente entre 24-47% (Dykes &
Rooney 2007; Awika & Rooney
2004).
Cambios en el contenido de ácidos fenólicos presentes en las
fracciones de fenoles libres y unidos en el salvado de sorgo
extrudido y el salvado de sorgo crudo en diferentes períodos de
tiempo de almacenamiento, expresado en µg/g de muestra.
Almacenamiento (Días)
Muestra
FL
FU
Cafeico
Cumárico
Ferúlico
Cafeico
Cumárico
Ferúlico
0
SC
10.83 ± 0.70a
12.44 ± 0.56ª
6.32 ± 0.42b
71.70 ± 6.51ª
158.16 ± 2.53ª
1714.94 ± 150.39ª
SE
15.30 ± 0.69ª
16.85 ± 0.93ª
17.52 ± 0.65ª
94.18 ± 30.70ª
186.34 ± 0.68ª
1895.29 ± 103.57ª
21
SC
12.13 ± 1.19ª
13.52 ± 1.56ª
7.49 ± 1.00b
77.34 ± 10.72ª
171.24 ± 7.88ª
1803.66 ± 94.71ª
SE
14.77 ± 1.99ª
17.03 ± 2.42ª
17.52 ± 2.49ª
120.88 ± 50.93ª
198.81 ± 24.79ª
2132.46 ± 458.66ª
42
SC
11.36 ± 0.57ª
11.88 ± 0.60ª
7.20 ± 0.44b
54.00 ± 2.79ª
169.85 ± 27.54ª
1797.85 ± 414.19ª
SE
14.60 ± 1.13ª
16.58 ± 1.11ª
17.35 ± 1.36ª
101.15 ± 30.59ª
180.66 ± 37.41ª
2012.14 ± 446.81ª
FL: fenoles libres; FU: fenoles
unidos. Los valores son la media de tres repeticiones ± la
desviación estándar. Letras distintas dentro de cada columna
indican diferencias significativas (p < 0.05).
Estos resultados concuerdan con los obtenidos por Zielinski et al., (2001) quienes reportaron un
incremento en el ácido ferúlico y cumárico presentes en trigo, avena, y centeno,
atribuyendo esto al proceso de extrusión térmica.
Conclusiones
El salvado de sorgo extrudido, en calidad, tuvo mayor estabilidad en comparación con
el salvado de sorgo crudo, ya que no presentó cambios químicos que indicaran un
deterioro durante el tiempo de almacenamiento. No se presentaron cambios en el
contenido de los compuestos fenólicos, la capacidad antioxidante ni en el contenido
de ácidos fenólicos del salvado por efecto del tiempo de almacenamiento. Sin
embargo, la concentración de ácidos fenólicos fue mayor en el salvado de sorgo
extrudido en comparación con el salvado sin extrudir, esto como consecuencia de la
liberación de los compuestos fenólicos por el proceso de extrusión. Los resultados
de este estudio demuestran que el proceso de extrusión puede estabilizar al salvado
de sorgo y además potenciar su capacidad antioxidante, convirtiendo al salvado de
sorgo en una buena fuente de compuestos benéficos para la salud.
Agradecimientos
Raquel Alejandra Ortiz-Cruz agradece a CONACYT la beca otorgada para sus estudios de
doctorado. Los autores desean agradecer al M.C. Ignacio Morales-Rosas por su ayuda
en la realización de los experimentos de extrusión.
ReferenciasAcosta-Estrada, B. A., Gutiérrez-Uribe, J. A. & Serna- Saldívar,
S. O. (2014). Bound phenolics in foods, a review. Food
chemistry, 152, 46-55.
https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.11.093Acosta-EstradaB. A.Gutiérrez-UribeJ. A.Serna- SaldívarS. O.2014Bound phenolics in foods, a reviewFood chemistry152465510.1016/j.foodchem.2013.11.093American Association of Cereal Chemists (2000). Approved Methods of
the AACC, 10th Ed. Method 46-13. The Association: St. Paul, MN.American Association of Cereal Chemists2000Approved Methods of the AACC104613The AssociationSt. Paul, MNAmerican Oil Chemists´ Society (1989). Aproved Method of the AOCS,
6th Ed. Methods Ca 5a-40, Cd 8-53. USA.American Oil Chemists´ Society1989Aproved Method of the AOCS6Methods Ca 5a-40, Cd 8-53USAAwika, J. M. & Rooney, L. W. (2004). Sorghum phytochemicals and
their potential impact on https://doi.org/10.1016/j.
phytochem.2004.04.001AwikaJ. MRooneyL. W.2004Sorghum phytochemicals and their potential impact10.1016/j. phytochem.2004.04.001Awika, J. M., Rooney, L. W., Wu, X., Prior, R. L. & Cisneros-
Zevallos, L. (2003). Screening methods to measure antioxidant activity of
sorghum (Sorghum bicolor) and sorghum products. Journal
of agricultural and food chemistry, 51(23), 6657-6662.
https://doi.org/10.1021/ jf034790iAwikaJ. MRooneyL. W.WuX.PriorR. LCisneros- ZevallosL.2003Screening methods to measure antioxidant activity of sorghum
(Sorghum bicolor) and sorghum productsJournal of agricultural and food chemistry51(23)6657666210.1021/ jf034790iAyala-Soto, F. E., Serna-Saldívar, S. O., García-Lara, S. &
Pérez-Carrillo, E. (2014). Hydroxycinnamic acids, sugar composition and
antioxidant capacity of arabinoxylans extracted from different maize fiber
sources. Food hydrocolloids, 35, 471-475.
https://doi.org/10.1016/j. foodhyd.2013.07.004Ayala-SotoF. E.Serna-SaldívarS. O.García-LaraS.Pérez-CarrilloE.2014Hydroxycinnamic acids, sugar composition and antioxidant capacity
of arabinoxylans extracted from different maize fiber
sourcesFood hydrocolloids3547147510.1016/j. foodhyd.2013.07.004Bergonio, K. B., Lucatin, L. G. G., Corpuz, G. A., Ramos, N. C.,
& Duldulao, J. B. A. (2016). Improved shelf life of brown rice by heat and
microwave treatment. Journal of Microbiology, Biotechnology and Food
Sciences, 5(4), 378-385 .
http://doi.org/10.15414/jmbfs.2016.5.4.378-385BergonioK. B.LucatinL. G. G.CorpuzG. A.RamosN. C.DuldulaoJ. B. A.2016Improved shelf life of brown rice by heat and microwave
treatmentJournal of Microbiology, Biotechnology and Food Sciences5(4)37838510.15414/jmbfs.2016.5.4.378-385Brand-Williams, W., Cuvelier, M. E. & Berset, C. L. W. T.
(1995). Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity.
LWT-Food science and Technology, 28(1), 25-30.
https://doi.org/10.1016/S0023-6438(95)80008-5Brand-WilliamsW.CuvelierM. E.BersetC. L. W. T.1995Use of a free radical method to evaluate antioxidant
activityLWT-Food science and Technology28(1)253010.1016/S0023-6438(95)80008-5Brennan, C., Brennan, M., Derbyshire, E. & Tiwari, B. K. (2011).
Effects of extrusion on the polyphenols, vitamins and antioxidant activity of
foods. Trends in Food Science & Technology, 22(10),
570-575. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2011.05.007BrennanC.BrennanM.DerbyshireE.TiwariB. K.2011Effects of extrusion on the polyphenols, vitamins and antioxidant
activity of foodsTrends in Food Science & Technology22(10)57057510.1016/j.tifs.2011.05.007Chen, Y., Dunford, N. T. & Goad, C. (2013). Phytochemical
composition of extracts from wheat grain fractions obtained by tangential
abrasive dehulling. LWT-Food Science and Technology, 54(2),
353-359. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2013.07.007ChenY.DunfordN. T.GoadC.2013Phytochemical composition of extracts from wheat grain fractions
obtained by tangential abrasive dehullingLWT-Food Science and Technology54(2)35335910.1016/j.lwt.2013.07.007Codex Alimentarius. (1981). Norma para Grasas y Aceites Comestibles
no Regulados por Normas Individuales. Codex Stan 19-1981,
1-5.Codex Alimentarius1981Norma para Grasas y Aceites Comestibles no Regulados por Normas
IndividualesCodex Stan19-198115Da Silva, L. S. & Taylor, J. R. (2004). Sorghum bran as a
potential source of kafirin. Cereal chemistry, 81(3), 322-327.
https://doi.org/10.1094/CCHEM.2004.81.3.322Da SilvaL. S.TaylorJ. R.2004Sorghum bran as a potential source of kafirinCereal chemistry81(3)32232710.1094/CCHEM.2004.81.3.322Dar, B. N., Sharma, S. & Nayik, G. A. (2016). Effect of storage
period on physiochemical, total phenolic content and antioxidant properties of
bran enriched snacks. Journal of Food Measurement and
Characterization, 10(4), 755-761.
http://doi.org/10.1007/s11694-016-9360-xDarB. N.SharmaS.NayikG. A.2016Effect of storage period on physiochemical, total phenolic
content and antioxidant properties of bran enriched snacksJournal of Food Measurement and Characterization10(4)75576110.1007/s11694-016-9360-xDicko, M. H., Gruppen, H., Traoré, A. S., Voragen, A. G. & van
Berkel, W. J. (2006). Sorghum grain as human food in Africa: relevance of
content of starch and amylase activities. African journal of
biotechnology, 5(5), 384-395.
https://doi.org/10.1007/s11694-016-9360-xDickoM. H.GruppenH.TraoréA. S.VoragenA. G.van BerkelW. J.2006Sorghum grain as human food in Africa: relevance of content of
starch and amylase activitiesAfrican journal of biotechnology5(5)384395.10.1007/s11694-016-9360-xDykes, L. & Rooney, L. W. (2007). Phenolic compounds in cereal
grains and their health benefits. Cereal foods world, 52(3),
105-111. https://doi.org/10.1094/CFW-52-3-0105DykesL.RooneyL. W.2007Phenolic compounds in cereal grains and their health
benefitsCereal foods world52(3)10511110.1094/CFW-52-3-0105FAO (2017). FAOSTAT. Retrieved December 16, 2019, from World Crops
Website: Retrieved December 16, 2019, from World Crops Website:
http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC.FAO2017FAOSTATDecember
16, 2019World Crops Website Retrieved December 16, 2019, from World Crops Website: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QCFrankel, E. N. (1984). Lipid oxidation: mechanisms, products and
biological significance. Journal of the American Oil Chemists’
Society, 61(12), 1908-1917.
https://doi.org/10.1007/BF02540830FrankelE. N.1984Lipid oxidation: mechanisms, products and biological
significanceJournal of the American Oil Chemists’ Society61(12)1908191710.1007/BF02540830Hadbaoui, Z., Djeridane, A., Yousfi, M., Saidi, M. & Nadjemi, B.
(2010). Fatty acid, tocopherol composition and the antioxidant activity of the
lipid extract from the sorghum grains growing in Algeria. Mediterranean
Journal of Nutrition and Metabolism, 3(3), 215-220.
https://doi.org/10.1007/s12349-010-0018-7HadbaouiZ.DjeridaneA.YousfiM.SaidiM.NadjemiB.2010Fatty acid, tocopherol composition and the antioxidant activity
of the lipid extract from the sorghum grains growing in
AlgeriaMediterranean Journal of Nutrition and Metabolism3(3)21522010.1007/s12349-010-0018-7Hu, Y., Wang, L. & Li, Z. (2018). Superheated steam treatment on
wheat bran: Enzymes inactivation and nutritional attributes retention.
LWT, 91, 446-452. https://
doi.org/10.1016/j.lwt.2018.01.086HuYWangL.LiZ.2018Superheated steam treatment on wheat bran: Enzymes inactivation
and nutritional attributes retentionLWT9144645210.1016/j.lwt.2018.01.086Kaluza, W. Z., McGrath, R. M., Roberts, T. C. & Schroeder, H. H.
(1980). Separation of phenolics of Sorghum bicolor (L.) Moench
grain. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 28(6),
1191-1196. https://doi.org/10.1021/jf60232a039KaluzaW. Z.McGrathR. M.RobertsT. C.SchroederH. H.1980Separation of phenolics of Sorghum bicolor (L.) Moench
grainJournal of Agricultural and Food Chemistry28(6)1191119610.1021/jf60232a039Lehtinen, P., Kiiliäinen, K., Lehtomäki, I. & Laakso, S. (2003).
Effect of heat treatment on lipid stability in processed oats. Journal
of Cereal Science, 37(2), 215-221.
https://doi.org/10.1006/jcrs.2002.0496LehtinenP.KiiliäinenK.LehtomäkiI.LaaksoS.2003Effect of heat treatment on lipid stability in processed
oatsJournal of Cereal Science37(2)21522110.1006/jcrs.2002.0496Luzardo-Ocampo, I., Ramírez-Jiménez, A. K., Cabrera- Ramírez, Á. H.,
Rodríguez-Castillo, N., Campos-Vega, R., Loarca-Piña, G. & Gaytán-Martínez,
M. (2020). Impact of cooking and nixtamalization on the bioaccessibility and
antioxidant capacity of phenolic compounds from two sorghum varieties.
Food chemistry, 309, 125684.
https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.125684Luzardo-OcampoI.Ramírez-JiménezA. K.Cabrera- RamírezÁ. H.Rodríguez-CastilloN.Campos-VegaR.Loarca-PiñaG.Gaytán-MartínezM.2020Impact of cooking and nixtamalization on the bioaccessibility and
antioxidant capacity of phenolic compounds from two sorghum
varietiesFood chemistry30912568412568410.1016/j.foodchem.2019.125684Malekian, F. (2000). Lipase and lipoxygenase activity,
functionality, and nutrient losses in rice bran during storage.
Bulletin, 870, 1-68.MalekianF.2000Lipase and lipoxygenase activity, functionality, and nutrient
losses in rice bran during storageBulletin870168Meera, M. S., Bhashyam, M. K. & Ali, S. Z. (2011). Effect of
heat treatment of sorghum grains on storage stability of flour. LWT-Food
Science and Technology, 44(10), 2199-2204.
https://doi.org/10.1016/j.lwt.2011.05.020MeeraM. S.BhashyamM. K.AliS. Z.2011Effect of heat treatment of sorghum grains on storage stability
of flourLWT-Food Science and Technology44(10)2199220410.1016/j.lwt.2011.05.020Moure, A., Cruz, J. M., Franco, D., Domı́nguez, J. M., Sineiro, J.,
Domı́nguez, H., Nuñez, M.J. & Parajó, J. C. (2001). Natural antioxidants
from residual sources. Food chemistry, 72(2), 145-171.
https://doi.org/10.1016/S0308-8146(00)00223-5MoureA.CruzJ. M.FrancoD.Domı́nguezJ. M.SineiroJ.Domı́nguezH.NuñezM.J.ParajóJ. C.2001Natural antioxidants from residual sourcesFood chemistry72(2)14517110.1016/S0308-8146(00)00223-5Nantanga, K. K., Seetharaman, K., de Kock, H. L. & Taylor, J. R.
(2008). Thermal treatments to partially pre-cook and improve the shelf-life of
whole pearl millet flour. Journal of the Science of Food and
Agriculture, 88(11), 1892-1899.
https://doi.org/10.1002/jsfa.3291NantangaK. K.SeetharamanK.de KockH. L.TaylorJ. R2008Thermal treatments to partially pre-cook and improve the
shelf-life of whole pearl millet flourJournal of the Science of Food and Agriculture88(11)1892189910.1002/jsfa.3291Ortiz-Cruz, R. A., Ramírez-Wong, B., Ledesma-Osuna, A. I.,
Torres-Chávez, P. I., Sánchez-Machado, D. I., Montaño- Leyva, B.,
López-Cervantes, J. & Gutiérrez-Dorado, R. (2020). Effect of Extrusion
Processing Conditions on the Phenolic Compound Content and Antioxidant Capacity
of Sorghum (Sorghum bicolor (L.) Moench) Bran. Plant
Foods Hum Nutr 75, 252-257.
https://doi.org/10.1007/s11130-020-00810-6Ortiz-CruzR. A.Ramírez-WongB.Ledesma-OsunaA. I.Torres-ChávezP. I.Sánchez-MachadoD. I.Montaño- LeyvaB.,López-CervantesJ.Gutiérrez-DoradoR2020Effect of Extrusion Processing Conditions on the Phenolic
Compound Content and Antioxidant Capacity of Sorghum (Sorghum bicolor (L.)
Moench) BranPlant Foods Hum Nutr75,25225710.1007/s11130-020-00810-6Porta, A. V. (1993). El proceso de extrusión en cereales y habas de
soja I. Efecto de la extrusión sobre la utilización de nutrientes.
Avances en Nutrición y Alimentación Animal: IX Curso de
Especialización FEDNA, 109-115.PortaA. V.1993El proceso de extrusión en cereales y habas de soja I. Efecto de
la extrusión sobre la utilización de nutrientesAvances en Nutrición y Alimentación Animal: IX Curso de Especialización
FEDNA109115Prabhakar, J. V. & Venkatesh, K. V. L. (1986). A simple chemical
method for stabilization of rice bran. Journal of the American Oil
Chemists’ Society, 63(5), 644-646.
https://doi.org/10.1007/BF02638229PrabhakarJ. V.VenkateshK. V. L.1986A simple chemical method for stabilization of rice
branJournal of the American Oil Chemists’ Society63(5)64464610.1007/BF02638229Ramos-Enríquez, J. R., Ramírez-Wong, B., Robles-Sánchez, R. M.,
Robles-Zepeda, R. E., González-Aguilar, G. A. & Gutiérrez-Dorado, R. (2018).
Effect of extrusion conditions and the optimization of phenolic compound content
and antioxidant activity of wheat bran using response surface methodology.
Plant foods for human nutrition, 73(3), 228-234.
https://doi.org/10.1007/s11130-018-0679-9Ramos-EnríquezJ. R.Ramírez-WongB.Robles-SánchezR. M.Robles-ZepedaR. E.González-AguilarG. A.Gutiérrez-DoradoR2018Effect of extrusion conditions and the optimization of phenolic
compound content and antioxidant activity of wheat bran using response
surface methodologyPlant foods for human nutrition73(3)22823410.1007/s11130-018-0679-9Rocchetti, G., Giuberti, G., Busconi, M., Marocco, A., Trevisan, M.
& Lucini, L. (2020). Pigmented sorghum polyphenols as potential inhibitors
of starch digestibility: An in vitro study combining starch
digestion and untargeted metabolomics. Food Chemistry, 312,
126077. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.126077RocchettiG.GiubertiG.BusconiM.MaroccoA.TrevisanM.LuciniL.2020Pigmented sorghum polyphenols as potential inhibitors of starch
digestibility: An in vitro study combining starch digestion and untargeted
metabolomicsFood Chemistry31212607712607710.1016/j.foodchem.2019.126077Salazar López, N. J., Loarca-Piña, G., Campos-Vega, R., Gaytán
Martínez, M., Morales Sánchez, E., Esquerra- Brauer, J. M., González-Aguilar,
G.A. & Robles Sánchez, M. (2016). The extrusion process as an alternative
for improving the biological potential of sorghum bran: phenolic compounds and
antiradical and anti-inflammatory capacity. Evidence-Based Complementary
and Alternative Medicine. https://doi.
org/10.1155/2016/8387975Salazar LópezN. J.Loarca-PiñaG.Campos-VegaR.Gaytán MartínezM.Morales SánchezE.Esquerra- BrauerJ. M.González-AguilarG.A.Robles SánchezM.2016The extrusion process as an alternative for improving the
biological potential of sorghum bran: phenolic compounds and antiradical and
anti-inflammatory capacityEvidence-Based Complementary and Alternative Medicine10.1155/2016/8387975Sánchez-Machado, D. I., López-Cervantes, J., Lopez- Hernandez, J.
& Paseiro-Losada, P. (2004). Fatty acids, total lipid, protein and ash
contents of processed edible seaweeds. Food chemistry, 85(3),
439.444. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2003.08.001Sánchez-MachadoD. I.López-CervantesJ.Lopez- HernandezJ.Paseiro-LosadaP.2004Fatty acids, total lipid, protein and ash contents of processed
edible seaweedsFood chemistry85(3)439.444439.44410.1016/j.foodchem.2003.08.001SAS (2002). SAS Institute Inc., Cary, NC, USA.SAS2002SAS Institute Inc.Cary, NC, USASharma, S., Kaur, S., Dar, B. N. & Singh, B. (2014). Storage
stability and quality assessment of processed cereal brans. Journal of
food science and technology, 51(3), 583-588.
https://doi.org/10.1007/s13197-011-0537-3SharmaS.KaurS.DarB. N.SinghB.2014Storage stability and quality assessment of processed cereal
bransJournal of food science and technology51(3)58358810.1007/s13197-011-0537-3Ti, H., Zhang, R., Zhang, M., Wei, Z., Chi, J., Deng, Y. &
Zhang, Y. (2015). Effect of extrusion on phytochemical profiles in milled
fractions of black rice. Food chemistry, 178, 186- 194.
https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.01.087TiH.ZhangR.ZhangM.WeiZ.ChiJ.DengY.ZhangY.2015Effect of extrusion on phytochemical profiles in milled fractions
of black riceFood chemistry178186 19410.1016/j.foodchem.2015.01.087Wang, T., He, F. & Chen, G. (2014). Improving bioaccessibility
and bioavailability of phenolic compounds in cereal grains through processing
technologies: A concise review. Journal of Functional Foods, 7,
101-111. https:// doi.org/10.1016/j.jff.2014.01.033WangT.HeF.ChenG.2014Improving bioaccessibility and bioavailability of phenolic
compounds in cereal grains through processing technologies: A concise
reviewJournal of Functional Foods710111110.1016/j.jff.2014.01.033Weller, C. L. & Hwang, K. T. (2005). Extraction of lipids from
grain sorghum DDG. Transactions of the ASAE, 48(5), 1883-1888.
https://doi.org/10.13031/2013.19986WellerC. L.HwangK. T.2005Extraction of lipids from grain sorghum DDGTransactions of the ASAE48(5)1883188810.13031/2013.19986Zhang, G. & Hamaker, B. R. (2005). Sorghum (Sorghum
bicolor L. Moench) flour pasting properties influenced by free
fatty acids and protein. Cereal chemistry, 82(5), 534-540.
https://doi.org/10.1094/CC-82-0534ZhangG.HamakerB. R.2005Sorghum (Sorghum bicolor L. Moench) flour pasting properties
influenced by free fatty acids and proteinCereal chemistry82(5)53454010.1094/CC-82-0534Zielinski, H., Kozlowska, H. & Lewczuk, B. (2001). Bioactive
compounds in the cereal grains before and after hydrothermal processing.
Innovative Food Science & Emerging Technologies, 2(3),
159-169. https://doi.org/10.1016/S1466-8564(01)00040-6ZielinskiH.KozlowskaH.LewczukB.2001Bioactive compounds in the cereal grains before and after
hydrothermal processingInnovative Food Science & Emerging Technologies2(3)15916910.1016/S1466-8564(01)00040-6