Los tratamientos térmicos, son un método físico que ha demostrado efectos benéficos en la conservación de la calidad postcosecha, por el control del daño por frío y el control de la presencia de patógenos, son seguros para el ser humano y no generan daños al ambiente. Estos, pueden ser aplicados mediante el uso de agua caliente, aire caliente, vapor húmedo o cepillados con agua caliente. Generalmente, las temperaturas empleadas para los tratamientos con agua caliente oscilan entre 40-60 °C y se manejan tiempos de 1 a 5 min, dependiendo del fruto a tratar (Sivakumar & Fallik, 2013). También, los tratamientos térmicos han mostrado ser efectivos cuando se combinan con levaduras antagónicas, como la adición de Candida guilliermondii y Pichia membranaefaciens, cuyos resultados mostraron un mayor efecto de control en la incidencia de B. cinerea. Además, el tratamiento térmico indujo la síntesis de enzimas como (β-1,3-Glucanasa (GLU), quitinasa (QUI) y fenilalanina amonio liasa (PAL) relacionadas con el sistema de defensa ante la presencia de hongos patógenos (Zong et al., 2010). De igual manera, los tratamientos con aire caliente en combinación con levaduras mostraron un efecto sinérgico, al reducir el desarrollo de la enfermedad causada por B. cinerea. Observándose un aumento en la inducción de las enzimas relacionadas con la defensa y la conservación de algunos parámetros de calidad (firmeza, sólidos solubles totales, acidez titulable), en comparación con el tratamiento térmico solo y el control (Wei et al., 2016). En ese sentido, algunos autores sugieren que la eficacia de los tratamientos térmicos puede deberse a que la temperatura podría inducir la producción de compuestos fenólicos y de enzimas antioxidantes, manteniendo la calidad del fruto. Por lo que, el efecto de los tratamientos térmicos está relacionado con los tiempos de exposición y el método de aplicación (Tabla II).

Tabla II

Método deaplicación	Condiciones	Resultados	Referencias
Inmersión enagua	52 °C por 15 minA 20 °C de 0 - 4 días	Aumento de la capacidad antioxidante:catalasa y peroxidasa	(Imahori, Bai & Baldwin, 2016)
Inmersión enagua	55 °C por 7 minA 13 °C por 3 semanas	Inhibición del desarrollo de Alternaria alternata,Botryits cinerea y Geotrichum candidumAumento de sólidos solubles totales y firmezaDisminución de la pérdida de peso	(Yasser, Marzouk, Kamel & Naaffa, 2019)
Inmersión enagua	40 °C por 20 minA 4 °C por 16 días	Conserva los parámetros de calidadReducción del daño por fríoMayor vida de anaquel	(Tadesse & Abtew, 2016)
Inmersión enagua	40 y 60 °C por 20 semanasA temperatura ambiente por3,6 y 10 días	Control de la infección por Rhizopus stolonifer	(Alfaro-Sifuentes et al., 2019)
Aire caliente	38 °C por 12 horasA 20 °C por 15 días	Reducción de la actividad de las enzimasrelacionadas con la degradación de la pared celular:celulasa, poligalacturonasa, β-Galactosidasa y pectínmetilesterasaReducción de la tasa respiratoria y producción deetileno	(Wei et al., 2018)
Inmersión enagua	52 °C por 5 minA 20, 12.5 y 5 °C por 1 o 2semanas	Reducción de daño por fríoAumento de la capacidad antioxidanteAumento de los compuestos fenólicos:Carotenoides y licopeno	(Loayza et al., 2020)
Termo-sonicación	32 - 40 °C por 13 - 47 minFrecuencia 45 kHz y 80 % depotenciaA 10 °C De 1-15 días	Reducción del proceso de maduraciónConservación de los parámetros de calidad (color,firmeza, contenido total de fenoles y pérdidade peso).	(Pinheiro, Ganhao, Goncalves & Silva, 2019)
Inmersión enagua	40 °C por 10 minA 4 °C por 21 días	Reducción del daño por frío en un 50 %Reducción de la pérdida de la actividad antioxidanteen más del 50 %.	(Singh, Roy, Mishra & Garg, 2020)
Inmersión enagua	52 °C por 5 min	Compuestos volátiles	(Wang et al., 2019a)
Inmersión enagua	40 °C por 10 minA 13 °C por 20 días	Reducción del 54.8 % del deterioro del frutoAumento de la actividad enzimática de la catalasa yperoxidasaConservación de los parámetros de calidad:Sólidos solubles totales, acidez titulable, ácidoascórbico y pérdida de peso	(Boonkorn, 2016)

La aplicación de tratamientos basados en UV-C han sido utilizados en el control de patógenos y en la conservación de la calidad durante la etapa postcosecha de una amplia variedad de frutos y hortalizas (Tabla III) (Zhang & Jiang, 2019); el resultado se ve en un estudio realizado con frutos de jitomate y la aplicación de un tratamiento con UV-C, una dosis de 4.2 kJ/m^-2 por 8 min y posteriormente almacenados a 18 °C durante 35 días. Los datos obtenidos evidenciaron una menor producción de etileno hasta el día 25, respecto al control. Además, de la reducción en la actividad de algunas enzimas (pectin metilesterasa, poligaracturonasa y celulasa) relacionadas con la degradación de la pared celular, lo que provocó un incremento de su vida de anaquel (Bu, Yu, Aisikaer & Ying, 2013). De igual manera cuando se aplicaron dosis de 4.1 kJ/m² y almacenados a 20 °C por 12 días, se observó una reducción de la producción de etileno y enzimas como la pectin metil esterasa y poligaracturonasa, conservándose la calidad de los frutos por más tiempo (Lu, Li, Limwachiranon, Xie & Luo, 2016). Así mismo, se ha observado un aumento de compuestos benéficos para la salud como los antioxidantes (licopeno, carotenoides y compuestos fenólicos); sin alterar los atributos sensoriales de los frutos durante el almacenamiento por 21 días a 20 °C (Pataro, Sinik, Capitoli, Donsi & Ferrari, 2015). Esto sugiere, que los tratamientos con UV-C aplicados a los frutos de jitomate tienen un efecto en el aumento del potencial antioxidante, inducción de los mecanismos de defensa, conservación de atributos sensoriales y del valor nutricional (Mditshwa, Magwaza, Tesfay & Mbili, 2017). También, autores como (Tauxe, 2001; Shama & Alderson, 2005) proponen que el mecanismo de acción de los tratamientos con UV puede ser de dos formas: una mediante la alteración de la cadena del DNA, provocando que el hongo sea incapaz de desarrollarse y la segunda mediante la inducción de compuestos antifúngicos y de enzimas relacionadas con la defensa del fruto.

Tabla III

Condiciones	Cultivar variedad	Resultados	Referencias
Dosis de 4.5 kJ/m-2A 7 °C por 35 días	Cultivar Valouro	Menor producción de etilenoConservación de la firmeza y compuestos fenólicos.Reducción de la poligaracturonasay pectín metil esterasa	(Mansourbahmani, Ghareyazie, Kalatejari, Mohammadi & Zarinnia, 2017)
Dosis 3-4 kJ/m2A 25 °C	Variedades ‘LankaSour’, ‘Rashmi’y ‘Bhathiya F1 híbrido	Mayor vida de anaquelReducción de la pérdida de peso y la firmezaInhibición de la antracnosis ocasionadapor Colletotrichum coccodes	(Wanasinghe & Damunupola, 2020)
Dosis 4 kJ/m2por 12 minA 13 °C por 35 días	Solanum lycopersicum,cv. Wanza 15	Mayor contenido de compuestos fenólicosIncremento de la enzima fenilalanina amonio liasaen los primeros 21 días.	(Liu, Zheng, Sheng, Liu & Zheng, 2018a)
Dosis 3.7 kJ/m2por 15 días	Cultivares(‘Balzamoth’,‘Clermont’, ‘Lorenzo’,‘Makari’, y ‘Trust’)	Mayor contendido de azúcares y nutrimentos(ácido málico y ácido ascórbico).	(Charles et al., 2016)
Dosis 8.61-10.76 kJ/m2A 12 °C por 30 días	Solanum lycopersicum cv. Baby TM1536	Mayor contenido de compuestos fenólicos(Licopeno)Actividad antioxidanteVitamina C	(Esua, Chin, Yusof & Sukor, 2019)
Dosis 0.25-1.0 kJ/m2A 20 °C por 11 días	-	Reducción del desarrollo de la pudrición negraocasionada por Alternaria alternataAcumulación de ácidos fenólicos	(Jiang et al., 2019)
2.217 J/m2A 120 y 240 min	-	Capacidad antioxidanteConservación de nutrientes	(Olaiya, Karigidi, Ogunleye & Kareem, 2016)
0.33 y 0.28 W/m-2A 4 °C por 36 horas	Variedades‘Budenovka’, ‘BullHeart’ y ‘Gina’	Mayor contenido de compuestos fenólicos(carotenoides y flavonoides)Mayor actividad antioxidante (licopeno yβ-caroteno)Aumento de la actividad enzimática (catalasa,peroxidasa y polifenol oxidasa)	(Dyshlyuk et al., 2020)
Dosis 0,208.2 - 969.8μW/cm-2A 20 °C por 16 días	Solanum lycopersicum(‘Henry’s Beauts’)	Aumento de carotenoidesMayor vida de anaquel	(Khubone & Mditshwa, 2018)
Dosis 0.32 - 4.82 kJ.m-2Por 1-15 min A 10 °Cpor 15 días	Solanum lycopersicum,cv. Zinac	Aumento del contenido total de fenolesal 9° día (0.32 kJ.m-2).Mayor vida de anaquelConservación del color y textura	(Pinheiro, Alegria, Abreu, Gonçalves & Silva, 2015)
Dosis 4 kJ/m2A 13 °C por 35 días	Solanum lycopersicumL. cv Wanza 15	Aumento de ácidos orgánicos (ácido cítrico,ácido málico, ácido ascórbico,ácido oxálico y ácido fumárico)	(Yan et al., 2021)

Las sales orgánicas e inorgánicas son sustancias químicas consideradas como aditivos y reconocidas como seguras, por sus siglas inglés "Generally Recognised As Safe" (GRAS), presentan atributos como gran disponibilidad, fácil manejo y de bajo costo. Actualmente son de uso común en la industria alimentaria, son de baja toxicidad y pueden combinarse con otros sistemas para el control de enfermedades en frutos y hortalizas como eljitomate durante su etapa postcosecha (Palou, Ali, Fallik & Romanazzi, 2016). Asimismo, la aplicación de sales como el sorbato de potasio, es utilizado en concentraciones bajas (0.1%) para el control de los patógenos que se presentan en los frutos de jitomate. Observándose un efecto en la reducción de la pudrición por B. cinerea, Rhizoctonia, Alternaria solani y Colletotrichum coccodes en un porcentaje de 30.81, 15.74, 31.67 y 25.24% respectivamente (Jabnoun-Khiareddine et al., 2016). En el caso del carbonato de potasio, silicato, carbonato y bicarbonato de sodio, mostraron un efecto sobre el control de la incidencia y severidad de la enfermedad ocasionada por B. cinerea, a una concentración de 200 y 300 mM (Alaoui, Askarne, Boubaker, Boudyach & Aoumar, 2017). También, el carbonato de potasio, propionato de sodio, carbonato y fosfato de amonio; mostraron una reducción de la severidad de la enfermedad ocasionada por B. cinerea, cuando fueron almacenados por 14 días a 5 °C, más 7 días a 20 °C. En cuanto a la incidencia de la enfermedad, sólo se observó el efecto hasta el día 14 (Fagundes, Palou, Monteiro & Pérez-Gago, 2014). Así mismo, se ha reportado que sales como el benzoato de sodio en combinación con cera de abeja muestran un efecto reductor en la severidad e incidencia de la enfermedad causada por Alternaria alternata, sobre frutos de jitomate almacenados a 5 °C por 21 días, más 4 días a 20 °C (Fagundes, Palou, Monteiro & Pérez-Gago, 2015). Además, un estudio reciente utilizó nanopartículas de sal de amonio en concentraciones de 0.1 y 0.2 mM como tratamientos para el control del moho negro y moho verde ocasionados por A. alternata y Penicillium digitatum, mostrando un porcentaje de eficacia sobre la severidad de la enfermedad mayor del 70 y 60 % respectivamente, así como, más del 60 % en los frutos inoculados naturalmente (Abdel-Rahman, Rashid & Shoala, 2020). Por lo que, uno de los principales mecanismos que se le atribuyen a las sales es su efecto inhibidor, por la acción directa de la sal contra el patógeno que consiste en la alcalinización del sitio de infección, provocando una reducción de la virulencia de algunos patógenos (Venditti et al., 2018). Por otro lado, se han reportado mecanismos de defensa propios del fruto, por inducción de enzimas como GLU, peroxidasa (POD) y PAL, relacionadas con el control de patógenos (Youssef, Sanzani, Ligorio, Ippolito & Terry, 2014). El hecho de que existan pocos estudios de sales orgánicas e inorgánicas en frutos de jitomate, abre la posibilidad de nuevas investigaciones, en donde se evalúen aspectos microbiológicos y calidad del fruto.

El quitosano, es un polímero natural, no tóxico y biodegradable, ha sido utilizado en el control postcosecha de una gran variedad de frutas y hortalizas (Duan et al., 2019). Su efectividad está relacionada con propiedades antifúngicas, inducción de mecanismos de defensa en frutos tratados y como barrera de protección por su capacidad de formar películas (Romanazzi, Feliziani & Sivakumar, 2018). Así mismo, puede utilizarse solo o en combinación con otros sistemas de control en la etapa de precosecha y postcosecha (Bautista-Baños, Ventura-Aguilar, Correa-Pacheco & Corona-Rangel, 2017; Gutiérrez-Martínez et al., 2018; Rodríguez-Guzmán, González-Estrada, Bautista-Baños & Gutiérrez-Martínez, 2019). Se ha reportado que la actividad antifúngica del quitosano consiste en alterar la permeabilidad de la membrana microbiana a través de interacciones con las superficies celulares fúngicas, provocando un desequilibrio osmótico y la liberación de macromoléculas para procesos bioquímicos vitales para su desarrollo, hasta lisis celular (Guo, Qiao, Ji, Wang & Zhu, 2020). En cuanto a su propiedad de barrera se debe a su capacidad de formar recubrimientos cuando es aplicado en frutas y hortalizas y contribuye al proceso de conservación de la calidad del fruto tratado (Xing et al., 2016), aunado a la capacidad de inducir una mayor resistencia ante el estrés biótico o abiótico (Romanazzi, Feliziani, Baños & Sivakumar, 2017). Por lo tanto, el quitosano solo o en combinación puede ser una herramienta prometedora contra el deterioro de los frutos dejitomate en postcosecha Tabla IV (Manigandan, Karthik, Ramachandran & Rajagopal, 2018).

Tabla IV

CaracterísticasQuitosano	Combinaciones	Resultados	Referencias
Peso molecularmedio pesomolecular(Gradodesacetilación89%)	Quitosano 1.0%Cera de abeja 0.1%Aceite esencial deorégano (0.005, 0.03y 0.01%)Ácido acético 0.1%	Conservación de los parámetros de calidad (Firmeza ycarotenoides).Reducción de la producción de los parámetros fisiológicos (etileno,tasa de respiración y peso).Reducción de la incidencia y severidad de los hongos (Alternariasp., Cladosporium sp., Fusarium sp. y Botrytis sp.).	(Rives- Castillo, Ventura- Aguilar, Hernández- López & Bautista-Baños 2018)
Peso molecularmedio (Gradodesacetilación75-85%)	Quitosano (4 mg/mL)Cymbopogoncitratus (Dc. ExNees) (1.25 μL/mL).	Reducción de la severidad de la pudrición blanda por R. stoloniferhasta el día 6.Conservación de los parámetros sensorialesal día 8 (Color y sabor).	(Athayde et al., 2016)
Peso molecularalto (Gradodesacetilación91.23%)	Quitosano 0.6%Alginato 0.2%Flourensia cernua(5,000 mg L-1)	Conservación de los parámetros de calidad (pérdida de peso,firmeza y color).Inhibición de la presencia de microorganismos al día 6. (hongos,levaduras y microorganismos mesófilos aeróbicos).Extensión de la vida de anaquel a 9 días más.	(Salas-Méndez et al., 2019)
Sigma	Quitosano1,000 ppm	Reducción del deterioro del fruto en un 88% al día8 respecto al control.	(Sharif, Kumer, Ahmed & Paul, 2018)
Peso molecularbajo (Grado dedesacetilación75-85%)	Quitosano(0.5, 1.0 y 1.5%)	Reducción de la pérdida de peso a temperatura ambiente 21 °C yde refrigeración 5 °C durante 10 días.Conservación del total de fenoles y actividad antioxidante duranteel almacenamiento a 5 °C	(Kibar & Sabir, 2018)
Sisco ResearchLaboratories	Quitosano(0.25 y 0.5%)	Reducción de la pérdida de peso y la humedada los 30 días de almacenamientoConservación de los sólidos solubles totales durante 30 días a 6 °C	Sucharitha, Beulah & Ravikiran, 2018)
Galeno Sr.,Carmignano,Prato, Italy	Quitosano 1.5%	Mayor vida de anaquel de 3 a 4 días más.(Reducción de la producción de etileno en los días 7-11)(Reducción de la pérdida de peso y la firmeza al día 14)Conservación de los parámetros de calidad(β-caroteno y licopeno).	(Pagno et al., 2018).
-	Quitosano (0.5, 1.0,2.0 y 2.5%)	Mayor vida de anaquel por 10 días más.Conservación de los parámetros de calidad (acidez titulable, pH,sólidos solubles totales, firmeza y licopeno).	(Sree, Sree & Samreen, 2020)
Department ofAgriculturalChemistry,BAU,Mymensingh	Quitosano (0.1, 0.2y 0.3%)	Mayor vida de anaquel a temperatura ambiente y a 4 °Cen un 40 y 50% respectivamente.Reducción de la pérdida de peso	(Sultana, Zakir, Parvin, Sharmin & Seal, 2019)
-	Quitosano (1.0, 1.5y 2.0%)	Mayor vida de anaquel por 7 días más.Conservación de la firmeza, pérdida de peso.Reducción del deterioro del fruto hasta un 24% respecto al control.	(Mandal & Shukla, 2018)
Peso molecularalto (Grado dedesacetilación79%)	Quitosano (1,500 y2,000 ppm)	Conservación de la vida de anaquel por 4 semanasmás respecto al controlReducción de la presencia de microorganismos después de 3semanas de almacenamiento	(Parvin, Kader, Huque, Molla & Khan, 2018)
Hi-MediaLaboratories(Mumbai, India)	Quitosano (1.0 y2.0%)Aloe vera (1.0 y2.0%)	Mayor vida de anaquel por 3 semanas más respecto al controlConservación de los parámetros de calidad (Sólidos solublestotales, ácido cítrico, vitamina C, licopeno)Conservación de compuestos fenólicos	(Khatri, Panigrahi, Prajapati & Bariya, 2020)
Peso molecularmedio (Grado dedesacetilación85%)	Quitosano (0.5, 1.0y 1.5%)Ruta graveolens L.(0.5, 1.0 y 1.5%)	Reducción de la pérdida de peso y la firmeza desdeel día 3 hasta el día 12.Reducción del deterioro del fruto por la presencia demicroorganismos (bacterias mesófilas aerobias y hongos).Reducción de la incidencia por enfermedadhasta en un 80% al día 12.	(Peralta-Ruiz et al., 2020)

El ácido salicílico y el metil jasmonato son compuestos producidos de forma endógena por las plantas, y actúan como un regulador de la señalización para acciones como el crecimiento y el desarrollo en las plantas. Se ha demostrado que aplicados de forma exógena pueden tener un efecto antifúngico sobre los hongos patógenos en la etapa de postcosecha de cultivos hortícolas (Poveda, 2020). Por esto, los frutos de jitomate fueron sumergidos durante 5 min en ácido salicílico 1.0 Mm y posteriormente se almacenaron a 4-5 °C. Los resultados muestran que los frutos tratados presentaron una mayor vida de anaquel respecto al control. Además, se observó la conservación de algunos parámetros de calidad como el ácido ascórbico y una menor acumulación de carotenoides y licopeno compuestos relacionados con el proceso de maduración de los frutos (Mandal, Pautu, Hazarika, Nautiyal & Shukla, 2016). También, se ha reportado que el ácido salicílico 0.75 mM incidió en la reducción de la pérdida de peso, así como, en una menor acumulación de β-caroteno y licopeno (Kumar, Tokas, Kumar & Singal, 2018). Por otro lado, el ácido salicílico combinado con timol aplicado en frutos de jitomate muestra un efecto en el control de R. stonolifer. Los resultados evidenciaron un daño sobre la estructura de la membrana celular, provocando la fuga de macromoléculas vitales para el crecimiento del patógeno. Así como, el aumento de la actividad enzimática de la polifenol oxidasa (PFO) y PAL, relacionadas con la defensa de los frutos ante la presencia de hongos patógenos (Kong et al., 2019). En el caso del metil jasmonato existen reportes que en concentraciones de 0.01 y 0.05μm sobre jitomates Cherry, estos presentaron un aumento del contendido de ácido ascórbico y carotenoides, especialmente el licopeno. Por lo que, el tratamiento puede beneficiar la maduración de los frutos almacenados hasta por 11 días (Liu et al., 2018b). Además, el metil jasmonato 0.2 mM mostró proteger del daño por frío a los frutos dejitomate cuando estos son almacenados a 2 °C por 21 días (Zhang, Sheng, Li, Meng & Shen, 2012). Por lo tanto, el uso de fitohormonas para el control postcosecha de frutos de jitomate puede ser una alternativa al uso de fungicidas sintéticos. Sin embargo, existen pocos estudios sobre el tema, por lo que, se abre una oportunidad para la realización de nuevas investigaciones.

En la naturaleza, las plantas contienen compuestos bioquímicos que son utilizados selectivamente en el manejo postcosecha de frutos y hortalizas, como una sustitución segura al uso de fungicidas químicos (Chitranshi, Dubey & Sajjad, 2020). Un ejemplo es, (Kator, Oche, Hosea & Agatsa, 2019) quienes aplicaron un extracto de hojas de moringa a una concentración de 100 g/ mL, sobre frutos de jitomate almacenados 25 días, a temperatura ambiente (25 ± 2) y humedad relativa del 60 -70 %. Los resultados mostraron frutos de calidad comercial aceptable y una reducción en el daño ocasionado por patógenos como Aspergillus flavus, Penicillium waksmanii, Botryodiplodia theobromae, Fusarium oxysporum y Colletotrichum asianum, en comparación de aquellos sin tratamiento. En el caso de los extractos de zumaque (Rhus coriaria) aplicados a una concentración de 20 (μg/mL en frutos de jitomate; los resultados fueron la inhibición de un 100% en la incidencia de la infección ocasionada por Colletotrichum acutatum en frutos almacenados durante 10 días a 22 °C y a una humedad relativa del 53% (Rashid, Awla & Sijam, 2018). También, se ha reportado la eficacia de los extractos de pimientos (Capsicum annuum) en concentraciones de 10 mg L^-1 en el control de la pudrición blanda ocasionada por A. alternata hasta en un 57% con respecto al control (Pane, Fratianni, Parisi, Nazzaro & Zaccardelli, 2016). Por otro lado, se ha reportado que extractos de las hojas de Flourensia cernua, incorporados a un recubrimiento con base en proteína de suero, glicerol y cera de candelilla forman una barrera protectora, reduciendo la pérdida de peso y firmeza. Además, se observó una mayor vida de anaquel y mejor aspecto visual al final del almacenamiento respecto al control (Ruiz-Martínez et al., 2020). Resultados similares reportaron (Azman, Rostam, Ibrahim & Lob, 2020) quienes observaron pérdida de peso y firmeza en los frutos de jitomate al día 8. Después de ser sumergidos de 2-3 min en un tratamiento de extracto de jengibre y almacenados a temperatura ambiente (27 °C ± 2). En general, la efectividad de los extractos dependerá de los compuestos bioquímicos de la planta, entre ellos los fenólicos (flavonoides), con efecto antifúngico. Por lo tanto, el uso de extractos de plantas, como se mencionó es una opción prometedora al uso de fungicidas químicos, para protección de los frutos al ataque de patógenos durante la etapa postcosecha. Además, son de baja toxicidad y se encuentran en abundancia en la naturaleza (Cortés-Rivera, Blancas-Benitez, Romero-Islas, Gutiérrez-Martinez & González-Estrada, 2019).

Los aceites esenciales son compuestos producidos como metabolitos secundarios por las plantas y prácticamente pueden obtenerse de cualquier parte de su estructura: (raíz, corteza, hojas, flores, frutos, cáscaras y exudados). Son conocidos por su amplia utilización en la industria alimentaria y reconocidos como sustancias GRAS. Además, existe un gran interés por sus propiedades antimicrobianas, en la etapa postcosecha de los frutos y las hortalizas (Sivakumar & Bautista-Baños, 2014; Aguilar-Veloz, Calderón-Santoyo, Vázquez González & Ragazzo-Sánchez, 2020). Un estudio realizado en los frutos de jitomate, de la variedad Río grande, fueron asperjados con 1 mg/mL del Ciprés (Cupressus sempervirens). Los resultados evidenciaron una reducción de la infección ocasionada por B.cinerea en un 54 % (Rguez et al., 2018). También, cuando fue aplicado citral (1 μ1/L) se observó una reducción en la incidencia de la enfermedad del 37.4 % causada por B. cinerea, así como, un aumento de la actividad enzimática de la POD y PAL, relacionadas con la defensa de los frutos ante los patógenos (Shenglong et al., 2019). Además, los aceites esenciales como el caso del orégano cuando son incorporados en un recubrimiento a base de alginato de sodio y lecitina pueden reducir el crecimiento total de la carga microbiana, mohos y levaduras en la superficie de los frutos de jitomate Cherry (Pirozzi, Del Grosso, Ferrari & Donsi, 2020). También los aceites esenciales han sido probados en combinación con otras sustancias antifúngicas como es el caso del timol con ácido salicílico, exhibiendo una sinergia en su efecto preventivo y reduciendo el diámetro de la lesión del fruto, en un 50% aproximadamente, por hongos como Fusarium solani y R. stolonifer. Lo cual es probable gracias a su mecanismo de acción, o sea, la interacción de sus componentes y estructura. En consecuencia, en algunos casos los resultados pueden mostrar diferentes efectos como aditivo, antagonista, sinergia e indiferente (Kong et al., 2016). En general, se ha propuesto también que el mecanismo de acción de los aceites esenciales se debe a su capacidad de penetrar la pared y membranas celulares de los hongos, lo que da lugar a un desequilibrio de los componentes, con pérdida de sus funciones y la salida de compuestos como el adenosín trifosfato (ATP), iones metálicos y aminoácidos necesarios para su desarrollo y crecimiento (Rao, Chen & McClements, 2019).

Actualmente, va en aumento la aplicación del control biológico mediante el uso de microorganismos antagonistas, que producen metabolitos antifúngicos e inhiben el crecimiento de los patógenos, su utilidad es más para la etapa postcosecha que en la precosecha. Los estudios han ampliado el conocimiento sobre otros mecanismos de acción con actividad antifúngica, como la competencia de nutrientes y espacio, también la secreción de antibióticos antifúngicos, mico-parasitismo e inducción de resistencia (Carmona-Hernandez et al., 2019; Dukare et al., 2019). En la década pasada, se reportó un estudio con la levadura marina Rhodosporidium paludigenum, los resultados evidenciaron una reducción de la incidencia de la enfermedad por hongos en aproximadamente un 36% en los frutos de jitomate Cherry inoculados con B. cinerea y almacenados a 25 °C durante 5 días (Wang et al., 2010). También, la quitina aislada de la levadura Saccharomyces cerevisiae mostró un efecto inhibidor sobre el moho gris causado por B. cinerea entre 12 y 24 horas. Esto sugiere que su actividad antifúngica podría estar relacionada con el aumento de las enzimas: superóxido dismutasa (SOD), catalasa (CAT), POD, PAL, GLU y QUI, relacionadas con la defensa de los frutos, y un pico de acción más alto entre las 12 y 24 horas (Sun et al., 2018). En el caso de Cryptococcus laurentii, aplicado en frutos de jitomate Cherry, los resultados evidenciaron una reducción de la incidencia de la enfermedad ocasionada por B. cinerea y A. alternata, en un 59.5 y 59.1 % respectivamente, menos que el control a las 48 horas después de la inoculación. Probablemente también por la inducción de las enzimas: CAT, SOD, POD, PAL, GLU y QUI y su resistencia a los patógenos (Lai et al., 2018). De igual manera, C. laurentii aplicada en los frutos dejitomate Cherry, se observó una reducción del 28.3 % en la incidencia de la enfermedad por B. cinerea respecto al control a las 60 horas después de la inoculación. Además, de la acumulación del etileno, reportado por su relación con las vías de señalización relacionadas a la capacidad de defensa de los frutos climatéricos (Tang et al., 2019). Sin embargo, el uso de microorganismos para el control de los patógenos todavía es limitado. Por lo que, es necesario combinarlos con otros métodos físicos o químicos que brinden mayor efectividad y apoyados con estudios que involucren la participación de organizaciones académicas, iniciativas privadas y gubernamentales (Abbey et al., 2019). Además de ser una oportunidad para investigar el uso de microorganismos como control biológico postcosecha en los frutos de jitomate.