Las cochinillas harinosas, piojos harinosos o algodonosos, son insectos que pertenecen al orden Hemiptera y a la familia Pseudococcidae, a la cual corresponden unas 2200 especies alrededor del mundo (Ben-Dov et al., 2013). Se caracterizan por presentar un marcado dimorfismo sexual (Ramos y Serna, 2004); los machos son diminutos (aproximadamente 1 mm) (Gerson y Applebaum, 2015), presentan antenas largas, un par de alas que les confiere alta movilidad, un corto periodo de vida, no se alimentan, su única función es fecundar a las hembras (Guillén et al., 2010). El estudio enfocado a la morfología de los machos es escaso (Bahder et al., 2015), se ha realizado en menos de un 1% de la fauna del mundo (Llorente et al., 2006), razón por la cual la caracterización taxonómica de los distintos grupos de cochinillas se basa en el estudio de los caracteres de la hembra, con base en el número y posición de las estructuras del cuerpo (Gimpel y Miller, 1996). Las hembras son ápteras, cubiertas por una capa de cera, la cual tiene proyecciones laterales en forma de filamentos, y poseen un aparato bucal de tipo chupador que les permite succionar los contenidos nitrogenados de las plantas hospedantes (Williams y Granara-de-Willink, 1992; Ramos y Serna, 2004).

Las cochinillas harinosas se conocen por su importancia a nivel comercial, ya que pueden afectar todas las etapas de desarrollo del cultivo y causar pérdidas de la cosecha, provocando rechazo de la fruta para exportación. Los daños producidos por las cochinillas harinosas se manifiestan como un debilitamiento en la planta, también se puede observar decoloraciones de las hojas, acompañadas de necrosis en los bordes. El tipo de daño y síntomas provocados por estos insectos son característicos en la mayoría de los miembros de la familia Pseudococcidae (SFE, 2015). Algunos individuos de esta familia se conocen por ser plagas y transmisores de patógenos de musáceas tanto en plátano como en banano. Atacan partes de la planta como las axilas, raíces, tallos, puntos de crecimiento y frutos. Estudios indican que, los cultivos de Musáceas se ven afectados principalmente por especies de los géneros Pseudococcus spp. y Dysmicoccus spp. (Palma-Jiménez y Blanco-Meneses, 2016a; 2016b; 2017); sin embargo, se ha determinado que diferentes especies participan como vectores del virus del estriado del banano (BSV) (Harper et al., 2004; Meyer et al., 2008; Sison et al., 2017). El proceso de transmisión inicia cuando el insecto se alimenta de plantas enfermas; en esta actividad toman los jugos celulares y adquieren el BSV, posteriormente, al repetirlo sobre plantas sanas inoculan el virus (SFE, 2015).

Las instituciones agrícolas de los países importadores, constantemente reiteran el cuidado que se debe tener con el manejo de plagas y patógenos sobre los cultivos de importancia alimentaria. De acuerdo con esto, cada vez más se establecen regulaciones fitosanitarias para prevenir el riesgo de ingreso, dispersión y establecimiento sobre los cultivos agrícolas, ya que el mal manejo en el campo puede causar pérdidas significativas en cualquier territorio si sobrepasa el nivel de protección establecido (FAO, 2001).

Los departamentos responsables de la certificación fitosanitaria, vigilancia y control de plagas, ambos del Servicio Fitosanitario del Estado (SFE), ente adscrito al Ministerio de Agricultura y Ganadería de Costa Rica, garantizan el funcionamiento efectivo del control, vigilancia e inspección para la certificación fitosanitaria en puntos de salida, sitios de producción, empaque de cultivos para exportación y control de plagas reglamentadas y de importancia económica (Jiménez, 2014). Estos departamentos deben cumplir con lo dispuesto en las Medidas Fitosanitarias, como la DSFE-02-06, directriz para el manejo de malezas de importancia económica y cuarentenarias, así como para la producción y exportación. Si al inspeccionar un contenedor de exportación, se verifica la presencia de una plaga reglamentada viva, se ampliará la muestra, si aparece otro espécimen vivo en la muestra ampliada, se rechazará el producto a exportar (Jiménez, 2014). El SFE hace cumplir las regulaciones establecidas en el instructivo CF-I-01, documento que se aplica durante inspecciones de certificación fitosanitaria en puntos de salida de productos reglamentados para exportación. Además, se comprueba si los países de destino requieren declaraciones adicionales de ausencia de plagas (Zúñiga, 2014). Debido a la complejidad reglamentaria, así como la identificación de los especímenes, la correcta detección, por medio de la descripción de caracteres, suele presentarse como un problema, principalmente cuando se deben identificar y discriminar plagas cuarentenarias de las que no lo son (Gimpel y Miller, 1996), a menos que se cuente con la opinión de un experto (Kondo et al., 2008a), o bien, se realicen distintos análisis de identificación complementaria como pruebas morfológicas y de ADN del insecto (Malausa et al., 2010; Abd-Rabou et al., 2012). Tales esfuerzos han permitido identificar nuevas especies alrededor del mundo (Kondo et al., 2005; Kaydan y Gullan 2012; Kondo et al., 2012; Gullan et al., 2013).

El objetivo de la presente revisión bibliográfica consistió en sintetizar los principales aspectos relacionados con la taxonomía, biología, daños a las plantas hospedantes, distribución geográfica e impacto en el cultivo de musáceas de la cochinilla harinosa.

Escamas (Coccoidea), es el nombre común por el que se conoce a más de 8000 especies, estas pueden ser de tipo duras, suaves o algodonosas y se encuentran distribuidas principalmente en regiones tropicales y subtropicales. Las familias que presentan el mayor número de especies corresponden a: Diaspididae con 2500, Pseudococcidae con 2200 y Coccidae con 1000 (Padilla, 2000; Ben-Dov et al., 2013).

Las cochinillas harinosas presentan la siguiente clasificación taxonómica (Williams y Granara-de-Willink, 1992; NCBI, 2006): orden Hemiptera, Sub orden Sternorrhyncha, superfamilia Coccoidea y familia Pseudococcoidae.

Para la clasificación de las familias, las escamas generalmente se dividen en dos grupos informales, los archaeococcoidos y los neococcoidos. Los segundos se componen de diecisiete familias existentes: Aclerdidae, Asterolecaniidae, Beesoniidae, Cerococcidae, Coccidae, Conchaspididae, Dactylopiidae, Diaspididae, Eriococcidae, Halimococcidae, Kermesidae, Kerriidae, Lecanodiaspididae, Micrococcidae, Phoenicococcidae, Stictococcidae y Pseudococcidae (Koteja y Azar, 2008; Gullan y Martin, 2009).

Existen tres tipos de subfamilias: Phenacoccinae (con 69 géneros), Rhizoecinae (con 5 géneros) y Pseudococcinae (con 201 géneros) (Downie y Gullan, 2004; Gullan y Cook, 2007; Hardy et al., 2008). Los Pseudococcinae se agrupan en las tribus Pseudococcini (para Pseudococcus, Dysmicoccus), Planococcini (Planococcus y Planococcoides), Trabutinini (Amonostherium, Antonina, Balanococcus, Nipaecoccus y Paracoccus) y Ferrisia (Ferrisia y Anisococcus) (Downie y Gullan, 2004; Hardy et al., 2008).

Se han identificado cochinillas de acuerdo con el tamaño de su cola (Metcalf y Flint, 1962). Las de cola larga se reproducen por huevo, todos los filamentos sobre el cuerpo son casi de igual longitud, ninguno de ellos supera un cuarto de la longitud del cuerpo; y las de cola corta paren ninfas, tienen cuatro filamentos largos en la punta de su abdomen que pueden ser tan largos como su cuerpo.

A pesar de tales diferencias en relación al fenotipo de estos insectos, la clasificación taxonómica sigue siendo un reto para muchos investigadores (Kondo et al., 2008a). Estudios a nivel molecular se presentan como una opción conjunta con las técnicas de clasificación convencional, sin embargo, se han identificado distintos patrones evolutivos al comparar la región 18S y 28S ribosomal, el factor de elongación-1α y el gen mitocondrial del citocromo oxidasa subunidad I (Palma-Jiménez y Blanco-Meneses, 2016a; 2016b; 2017). Tales hallazgos a nivel molecular, complementan el estudio de la cochinilla harinosa y se sugiere realizar investigación considerando el estudio de la microbiota bacteriana (Thao et al., 2002), pasando por la citogenética (Prantera y Bongiorni, 2012), tipo de hábitat, la biología del insecto, observaciones in situ de apareamiento, morfometría y geografía (Ramos-Portilla, 2006). El uso de algunas o todas estas combinaciones tendrá éxito de acuerdo con la calidad de datos y naturaleza de los ejemplares, acuñando el término de “taxonomía integrativa” (Will et al., 2005).

El nombre común de la cochinilla harinosa deriva de la secreción de cera blanca, en polvo o harinosa, que cubre el cuerpo de las ninfas y las hembras adultas de la mayoría de las especies (Cooman, 2009), las cuales se alimentan succionando la savia de la planta. Las hembras en su estadio adulto se asemejan a los estados inmaduros por la ausencia de alas; pueden poner los huevos en una bolsa u ovisaco y presentar una secreción filamentosa o ser ovovivíparas (que se reproducen por huevos, pero que no salen del cuerpo materno hasta que está muy adelantado su desarrollo embrionario) y carecen de la secreción filamentosa. Presentan un collar ligeramente rígido alrededor de la parte inferior de cada uno de los ojos con presencia de poros discoidales pequeños o ausencia de estos. Las tibias posteriores son uniformes en toda su longitud en la mayoría de las muestras, otras difieren en tamaño (Beardsley, 1986;Williams y Granara-de-Willink, 1992; Miller et al., 2005; CABI, 2013).

La cochinilla hembra adulta presenta un cuerpo de consistencia blanda, el tamaño y color del cuerpo varían de acuerdo con la especie; la forma puede ser alargada, ovoide o casi circular. Sobre la superficie tergal puede verse la segmentación del cuerpo, pero no se nota una diferencia entre cabeza, tórax y abdomen (Figura 1A). Sin embargo, en casi la totalidad de las especies es fácil observar un par de antenas y tres pares de patas. De acuerdo con Mani y Shivaraju (2016), la cochinilla harinosa hembra adulta puede llegar a medir hasta 8-9 mm de longitud, aunque autores como Kaydan et al. (2015) mencionaron una longitud de menos de 5 mm. Otros autores indican tamaños de aproximadamente 2,8 mm de longitud y 1,5 mm de ancho, cuando presentan forma de óvalo (Al-Helal et al., 2012); sin embargo, en otro estudio se han reportado medidas de 2,2 mm de longitud y 2 mm de ancho, que corresponde a cochinillas de forma redondeada (Palma-Jiménez y Blanco-Meneses, 2017). Para identificar al individuo a nivel de especie se utilizan las hembras adultas; los machos y ninfas carecen de las características de diagnóstico que utilizan la mayoría de las claves y guías para su clasificación (Saccaggi et al., 2008).

Figura 1

Figure 1. emale and male Planococcus citri mealybug comparison (modified from Protasov, 2017). A. Dorsal view of female adult body where the body segmentation is observed (head, thorax, and abdomen). B. Tergal body surface of the adult male where a pair of antennae, the head, the thorax, a pair of wings, the abdomen, three pairs of legs and a pair of two wax filaments are observed.

Todas las cochinillas tienen una forma de vida similar, solo difieren ligeramente en morfología, de acuerdo con la especie (Gullan, 2000). Predomina la reproducción sexual, aunque algunas especies son partenogenéticas (provenientes de células sexuales femeninas sin fecundación). Las cochinillas hembra presentan cuatro estadios de desarrollo, mientras que los machos presentan cinco (incluyendo el estadio adulto). Ambos sexos tienen tres estadios larvarios y las hembras no forman ovisaco hasta que son adultas (Metcalf y Flint, 1962; Miller et al., 2002; Gullan y Martin, 2009), los machos adicionalmente tienen un estadio pupal (Figura 2).

Figura 2

Figure 2. Life cycle of female and male mealybugs from the eggs formation resulting of the reproduction. Female mealybug presents four developmental stages: three nymph stages and an adult female stage. Male mealybug has five stages of development: two nymph stages, the prepupa formation, the pupa formation and an adult male stage (modified from Kono et al., 2008).

Las cochinillas se alimentan de la savia de las plantas y provocan daños a las mismas por ser vectores de patógenos (Hardy et al., 2008; Kono et al., 2008; Vijay y Suresh, 2013). La extracción de savia se lleva a cabo por las ninfas y hembras adultas en su proceso de alimentación. A la vez inyectan una toxina, transmiten virus o excretan ligamaza (líquido azucarado) que sirve de medio para el establecimiento de hongos (fumaginas) sobre la superficie de los órganos atacados. Los síntomas causados por la infestación de los diferentes órganos son los siguientes: deformaciones de las yemas terminales y axilares, secamiento y caída de flores, frutos pequeños y deformes, los cuales sufren caída por el impacto de las toxinas inyectadas; por último, el hospedero severamente infectado puede morir (Mani y Krishnamoorthy, 2001; Gullan y Martin, 2009; Villegas-García et al., 2009).

Las cochinillas harinosas pueden infectar un amplio ámbito de plantas, desde ornamentales hasta cultivos agrícolas (Gullan y Martin, 2009). En países como República Dominicana, Ecuador y Colombia, la plaga se ha encontrado en plantas de las siguientes familias: Aizoaceae, Arecaceae, Asclepiadaceae, Asteraceae, Boraginaceae, Cactaceae, Cannaceae, Chenopodiaceae, Convolvulaceae, Crassulaceae, Cruciferae, Euphorbiaceae, Lauraceae, Fabaceae, Liliaceae, Malvaceae, Musaceae, Nyctaginaceae, Portulacaceae, Proteaceae, Rutaceae, Scrophulariaceae, Solanaceae, Verbenaceae (Williams y Granara-de-Willink, 1992; Ramos y Serna, 2004; Ben-Dov et al., 2013).

En países como Jamaica y Kiribati se han identificado cochinillas harinosas en Acacia sp. (acacia) y Mangifera indica (mango) (Beardsley, 1986). En Papua Nueva Guinea, las Filipinas y Tailandia se han registrado en Manihot esculenta (yuca) y Musa sp. (Williams, 1988). El mismo autor reporta como plantas huésped los cultivos de Lycopersicum esculentum (tomate) y Solanum tuberosum (papa) en Kiribati, Tuvalu, Indonesia, Borneo y Malasia.

De acuerdo con el estudio realizado por Beardsley (1986), en la Isla Gilbert se identificaron cochinillas harinosas en Acalypha sp. (mimosa), Brassica oleracea (Col), Lycopersicon esculentum (tomate) y Pluchea odorata (orégano). Asimismo, en Hawaii fueron identificadas en Alpinia purpurata (jengibre rojo) y Aglaonema sp. (aglaonema). En Perú en Musa spp. (plátano, banano) y Citrus limonum (citrus). Otras plantas hospedantes reportadas son: Acalypha setosa (hierba aserradilla), Cissus sicyoides (bejuco de parra), Physalis pubescens (farolillo chino), Piper tuberculatum (cordoncillo), Rivinia humilis (chilacuaco), Urera elata (ortiga) y Zingiber officinale (jengibre) (Williams y Granara-de-Willink, 1992).

En el caso particular del género Pseudococcus se han encontrado especímenes en plantaciones de banano en localidades de Centroamérica como Costa Rica, Guatemala, Honduras y Panamá (Williams y Granara-de-Willink, 1992; Palma-Jiménez y Blanco-Meneses, 2016a; 2016b).

La mayoría de los géneros tienen una amplia distribución a nivel geográfico (Ben-Dov et al., 2013). Este grupo incluye a las especies nativas de Australasia (Williams y Watson, 1988), del Neártico (McKenzie, 1967), del Paleártico, de la región Oriental (Williams, 2004) y Neotropical (Williams y Granara-de- Willink, 1992); alguna estructuración geográfica se registró con la inclusión de un grupo formado por taxones nativos de Nueva Zelanda, otro grupo de especies nativas de Australia y un tercer grupo de taxones de las Américas (Gavrilov-Zimin y Гаврилов-Зимин, 2015).

Se conocen especies de cochinillas establecidas en la Región Neotropical (incluye la región tropical y subtropical, desde América Central hasta el norte de América del Sur), aunque sus centros de origen están localizados en otros lugares, entre estas se encuentran: Antonina graminis (Maskell), Brevennia rehi (Lindinger), Chaetococcus bambusae (Maskell), Geococcus coffeae (Green), Planococcus sp., Pseudococcus calceolariae (Maskell), Pseudococcus comstocki (Kuwana), Pseudococcus cryptus (Hempel), P. longispinus, Pseudococcus maritimus (Ehrhorn), P. longispinus, Rhizoecus falcifer (Künckel d’Herculais) y Sacharicoccus sacchari (Cockerell) (Ben-Dov et al., 2013). Mientras que las especies originadas en el continente americano que han sido establecidas en otras regiones geográficas son: Chorizococcus rostellum (Lobdell), Dysmicoccus alazon (Williams), Dysmicoccus neorevipes (Beardsley), Ferrisia consobrina (Williams y Watson), Ferrisia virgata (Cockerell), Phenacoccus madeirensis (Green), Phenacoccus manihoti Matile-Ferrero, Phenacoccus parvus (Morrison), Pseudococcus elisae (Borchsenius) y Pseudococcus importatus (McKenzie) (Williams y Granara-de-Willink, 1992). Otras especies reportadas en la región del Neártico (que corresponde a los Estados Unidos) incluye cochinillas como Paradoxococcus mcdanieli (McKenzie) (Ben-Dov et al., 2013). Cabe mencionar la presencia de los géneros Dysmicoccus y Pseudococcus en casi todas las regiones geográficas (Downie y Gullan, 2004).

Al ser las cochinillas insectos con capacidad de movilizarse con el viento, generalmente se trasladan de planta en planta, inclusive se ha reportado casos donde la corriente las ha llevado a través del mar bajo condiciones meteorológicas adecuadas (de 18 a 30oC de temperatura y alta humedad) (Meissner et al., 2009). Estos aspectos permiten comprender la facilidad de la migración de estos insectos hacia otras regiones del mundo, ya que existen registros de especies oriundas de otros continentes en determinadas regiones geográficas (Kondo et al., 2001).

En las regiones de América Central y del Sur de la región Atlántica, se comparten bordes de tierra que limitan entre países. Las fronteras de estas tierras a menudo pueden ser cruzadas sin alguna inspección por los trabajadores agrícolas, comerciantes y otros migrantes, y fácilmente pueden propagarse plagas de plantas en zonas agrícolas. La facilidad humana para transportar una plaga dentro de la región Atlántica por asuntos de embarque, junto con un insuficiente nivel de garantías fitosanitarias, garantiza un alto riesgo de introducción de plagas de cultivos agrícolas de importancia económica de otros países (Meissner et al., 2009).

Dentro de la familia Pseudococcidae sobresale la cochinilla harinosa P. elisae, como una de las primeras especies identificadas en el cultivo de banano (Williams y Granara-de-Willink, 1992). Según Borchsenius (1948), P. elisae fue descrita a partir de muestras de plátanos interceptados en Leningrado, en la antigua Unión de Repúblicas Socialistas Soviéticas (USSR, por sus siglas en inglés). En 1959 fue colectada en las islas de Hawai, específicamente en Honolulu y es conocida como la cochinilla de banano (Nakahara, 1981). Durante 1967 se hallaron especímenes de una cochinilla que infestaba fuertemente el banano en plantaciones de América Central. En 1968, en la Universidad de Davis, California, se llegó a la conclusión de que los holotipos (ejemplares únicos) usados en la descripción original de P. elisae en América Central, eran congéneres (mismo género) dentro del cultivo de banano y se asociaron a esta especie (Beardsley, 1986).

Debido a su similitud morfológica, P. elisae ha sido confundida con Pseudococcus jackbeardsleyi (Beardsley), esta fue descubierta por Gimpel y Miller (1996) para separarla de P. elisae. Ambas especies poseen un gran número de poros discoidales asociados con el ojo (entre 7 a 9) que se encuentran en un borde esclerotizado. P. elisae tiene un rango de 3 a 8 ductos tubulares con anillo oral en el abdomen tergal y ninguno está presente en el segmento VII, presenta más de veinte poros multiloculares en el segmento III del abdomen esternal, la tibia suele ser más corta o de la misma longitud que el tarso del par posterior de las patas. P. jackbeardsleyi se diferencia por tener un rango de 14 a 27 ductos tubulares con anillo oral en el abdomen tergal y uno presente en el segmento VII, característica que se considera distintiva entre ambas especies (Figura 3). Presenta menos de quince poros multiloculares en el segmento III del abdomen esternal y la tibia ligeramente más larga que el tarso posterior (Gimpel y Miller, 1996; Palma-Jiménez y Blanco-Meneses, 2016a).

Figura 3

A. Mediante la técnica de microscopía óptica, se observó la ausencia de la barra anal en el lóbulo anal del cerario, así como la presencia del ducto. B. Por la técnica de microscopía electrónica de barrido se verificó la presencia del ducto tubular con anillo oral cerca del segmento VII. Escala: 36,4 μm (B); (modificado de Palma-Jiménez y Blanco-Meneses, 2016b).

Figure 3. Oral rim tubular duct contiguous to the segment VII, next to ostiole, which identifies the mealybug Pseudococcus jacksbearlsleyi from banana crop, collected from the Siquirreña Farm, Atlantic region, Costa Rica, 2012.

A. Through light microscopy technique, the lack of anal bar in the anal lobe cerarii, as well as the presence of the duct were observed. B. The oral rim tubular duct presence was verified by Scanning electron microscopy technique nearby the segment VII. Scale: 36,4 μm (B); (modified from Palma-Jiménez and Blanco-Meneses, 2016b).

Virus del estriado del banano (Banana streak virus, BSV)

Las plantas son infectadas por dos tipos de ADN: virus de cadena simple tipo Geminiviridae; y virus de cadena doble tipo Caulimoviridae (géneros Caulimovirus y Badnavirus). Las tres principales especies del género Badnavirus correspondientes al virus del estriado del banano (BSV, del inglés Banana streak virus) e identificados en Musáceas. son: el virus del rayado MY del banano (BSMYV, del inglés Banana streak Mysore virus), el virus del rayado GF del banano (BSGFV, del inglés Banana streak GF virus) y el virus del rayado OL del banano (BSOLV, del inglés Banana streak OL virus). La erradicación de los BSV es muy rara, debido a la integración en el genoma de las Musáceas (Remans et al., 2007). Este se caracteriza por ser circular tipo bicatenario, encapsidados en partículas baciliformes (Frison y Sharrock, 1998; Manzo-Sánchez et al., 2014). El virus es altamente variable tanto serológicamente como genómicamente (Harper et al., 2004), existen formas episomales y endógenas conocidas por su distribución mundial (Kumar et al., 2015). La forma integrada permanece latente por varios años hasta antes de que la replicación viral inicie y los síntomas aparezcan (Manzo-Sánchez et al., 2014).

El BSV es el virus que más ampliamente se distribuye y que infecta a las Musáceas en todo el mundo (Lockhart y Jones, 2000). Fue descrito por primera vez en Costa de Marfil en 1958, posteriormente se detectó en Asia y Australia, así como en algunos países de América Latina y el Caribe (Brasil, Colombia, Costa Rica, Cuba, Ecuador, Haití, Honduras, Jamaica, Nicaragua, Puerto Rico, Venezuela y en Florida, Estados Unidos). Su daño no está bien definido, ya que en algunas áreas aparenta ser un problema leve, mientras que en otras, como en Costa de Marfil, puede causar hasta el 90% de pérdidas (Frison y Sharrock, 1998). Los síntomas característicos de la infección por BSV son rayas cloróticas o necróticas continuas o discontinuas en las hojas. Los síntomas adicionales a veces pueden incluir la necrosis del pseudotallo y el retraso en el crecimiento, y la infección a veces conduce a la muerte de la planta (Harper et al., 2004). La enfermedad también reduce el vigor y crecimiento del cultivo, disminuye el peso del racimo y ocasiona distorsión de los frutos (Manzo-Sánchez et al., 2014).

Existen dos formas infecciosas del BSV: la forma episomal, resultante de la infección de células de las plantas después de la transmisión por cochinillas harinosas, y la forma endógena, que corresponde a secuencias del BSV integradas en el genoma B (Geering et al., 2005). Las partículas infecciosas de ambos orígenes son típicamente transmitidas por cochinillas de la familia Pseudococcidae (Kubiriba et al., 2001). Se conocen veinticuatro especies de cochinillas pertenecientes a catorce géneros que son vectores de Badnavirus en Musáceas (Cuadro 1). Las observaciones de campo sugieren que los síntomas provocados por el virus se van presentando de forma lenta (Daniells et al., 2001).

Cuadro 1

Table 1. Mealybugs species that are vectors of the banana streak virus, genus Badnavirus in Musaceae.

Se ha determinado que la mayoría de los géneros de cochinillas harinosas tienen una amplia distribución a nivel geográfico. Las regiones fronterizas entre países a menudo pueden ser cruzadas sin alguna inspección por trabajadores agrícolas, comerciantes y otros migrantes, lo que facilita la propagación de la plaga en zonas agrícolas. Además, algunos problemas de clasificación, son un alto riesgo en los distintos cultivos de plantas, lo que representa un problema cuando se deben identificar plagas cuarentenarias de las que no lo son. El cambio climático se presenta como otro factor clave, capaz de alterar la flora y fauna de las distintas regiones geográficas, razón por la cual es necesario establecer estudios más exhaustivos en el control de las poblaciones de cochinillas harinosas, con ello se evitan futuras emergencias fitosanitarias, así como daños severos en cultivos de importancia alimenticia como por ejemplo el cultivo de Musáceas, catalogado como uno de los principales productos de exportación en los países de la región tropical, y con ello, procurar mantener la calidad como producto de exportación. Por esta razón, es de gran importancia considerar los aspectos relacionados a la taxonomía, biología, plantas hospedantes, distribución geográfica y conocer sobre las especies transmisoras de virus. Esta base de conocimiento se presenta como plataforma para comprender el impacto de la plaga en los cultivos afectados e idear estrategias para controlar su propagación.