Se emplearon obreras adultas de M. beecheii y N. perilampoides, obtenidas del meliponario ubicado en el Tecnológico Nacional de México, campus Conkal, en Conkal, Yucatán, México (21° 04′2 4″ N 89° 31′ 15″ O y 8 m.a.s.n.m.). La recolección se realizó en días soleados con temperaturas superiores a 25 °C. Se capturaron exclusivamente obreras que regresaban a la colonia con polen en sus corbículas, utilizando un aspirador manual, y se agruparon en frascos de plástico de 500 mL. Los frascos utilizados estaban equipados con papel filtro en la base (Whatman grado 1) y una sección de tela de malla de tul de 20 cm² en un lateral del frasco para facilitar la ventilación en cuya parte central se insertó un microtubo de centrifuga de 1.5 mL que contenía una solución de sacarosa (sacarosa/agua destilada 1:1) como alimento, disponible ad libitum. Después de la recolección, las obreras se mantuvieron en un cuarto oscuro (temperatura: 30 ± 1 °C; HR: 70 ± 2 %) durante 24 h antes del inicio de las pruebas, con el fin de reducir el estrés del confinamiento.

En este estudio se evaluaron dos insecticidas: flonicamid (Beleaf, 500 g/kg; FMC Agroquímica de México) y pimetrozina (Plenum® 50 GS, 500 g/kg; Syngenta Agro), ambos utilizados para el control de insectos succionadores de savia de las familias Aleyrodidae y Aphididae en cultivos hortícolas. Las concentraciones de los insecticidas se seleccionaron siguiendo las recomendaciones de aplicación en campo proporcionadas por los fabricantes para el control de la mosca blanca (Bemisia tabaci Genn.). La concentración de flonicamid fue de 250 mg de ingrediente activo (i.a./L) mientras que la de pimetrozina fue de 500 mg i.a./L. Las dosis de los insecticidas se calcularon considerando el volumen de aspersión por hectárea de 500 L utilizado para el control de la mosca blanca en cultivos hortícolas. Todos los experimentos se llevaron a cabo mediante dos vías de exposición: oral y residual.

Para la exposición oral, las abejas fueron alimentadas con una solución de azúcar contaminada con la dosis respectiva. En frascos de plástico de 500 mL, se colocaron diez abejas con un período de ayuno de dos h para asegurar la ingestión durante el experimento. Posteriormente, se añadió 1 mL de la dieta contaminada en un microtubo de 1.5 mL insertado en los frascos. El grupo control fue alimentado con 1 mL solución azucarada (sacarosa/agua destilada 1:1) sin insecticida.

Para la exposición residual, se emplearon cajas Petri de plástico de 9 cm de diámetro por 2 cm de altura con perforaciones en la tapa para permitir la respiración de las abejas. En el fondo de cada caja se colocó papel filtro de 9 cm de diámetro (Whatman grado 1), al cual se aplicó 1 mL de solución insecticida acuosa a la concentración evaluada o agua destilada para el control. Tras un período de secado de dos h a temperatura ambiente, se añadieron microtubos de 1 mL de alimento sin insecticida (sacarosa/agua destilada 1:1). Luego, se introdujeron diez abejas adultas en cada caja Petri. En ambos tipos de exposición, se registró el número de abejas vivas y muertas en cada unidad experimental (frascos de plástico o cajas Petri) en intervalos de cuatro, ocho y 12 h, después de la exposición a los insecticidas. Se consideró que los individuos estaban muertos si no podían moverse o ponerse de pie. Cada tratamiento se replicó cinco veces, y cada réplica contuvo diez obreras adultas. Todas las unidades experimentales se mantuvieron en un cuarto obscuro a una temperatura de 30 ± 1 °C y una humedad relativa de 70 ± 2 %.

La actividad de caminata se evaluó en una placa de madera con dimensiones de 75 x 30 x 15 cm, la cual estaba equipada con tubos de silicona de 60 cm de longitud acoplados. Las abejas fueron expuestas a las dosis de aplicación recomendada en campo de los insecticidas, tanto por vía oral (dieta contaminada) o exposición residual (residuos secos), como se describió anteriormente. Después de dos h de exposición, los insectos fueron liberados individualmente en un extremo de los tubos de silicona. En el extremo opuesto de los tubos se colocó una lámpara fluorescente de 60 watts y 800 lúmenes, como un estímulo de atracción para las abejas. Treinta segundos antes de comenzar la prueba, se encendió la lámpara, y luego de ese intervalo, se liberaron diez abejas en cada ronda del experimento, por triplicado. Se registró el tiempo que cada abeja tardó en recorrer una distancia de 50 cm hacia la fuente de luz, y se calculó la velocidad promedio de cada abeja. En los tratamientos control, las abejas recibieron dieta sin insecticida (exposición oral), o fueron expuestas a una superficie tratada con agua destilada (exposición residual).

La actividad de vuelo vertical se realizó en una torre con una altura de 105 cm, la cual estaba abierta en su interior para permitir el libre vuelo de los insectos a través de ella. A una distancia de 10 cm por encima de la torre, se colocó una lámpara fluorescente de 60 watts y 800 lúmenes. Las abejas fueron expuestas a las dosis de aplicación recomendada en campo insecticidas por vía oral (dieta contaminada) o residual (residuos secos). Después de dos h de exposición, se liberaron diez abejas en cada ronda del experimento, realizadas por triplicado. Los insectos se liberaron individualmente en la base de la torre, a una altura de 0 cm, y se les permitió un período de dos minutos para completar el vuelo. Se clasificó el despegue del vuelo de la siguiente manera: (a) ningún vuelo (es decir, la abeja permaneció en la base de la torre), (b) vuelo de hasta 35 cm de altura, (c) vuelo entre 35 y 70 cm de altura, (d) vuelo entre 70 y 105 cm de altura y (e) vuelo alcanzando la fuente de luz a una altura de 120 cm. En los tratamientos control, las abejas recibieron dieta sin insecticida (exposición oral), o fueron expuestas a una superficie tratada con agua destilada (exposición residual).

Todos los experimentos siguieron un diseño completamente al azar. Las curvas de supervivencia se generaron utilizando estimadores de Kaplan-Meier basados en datos de mortalidad observados en intervalos de evaluación de cuatro, ocho y 12 h, después de la exposición a los insecticidas. Las funciones de supervivencia estimadas se compararon con una prueba no paramétrica de Log-Rank (método de Holm-Sidak). Los datos de velocidad de caminata se sometieron a un análisis de varianza. Las medias se compararon mediante la prueba de Tukey, con un nivel de significancia del 5 %. Para evaluar la asociación entre el vuelo de las abejas y las altitudes en relación con los tratamientos, se construyeron tablas de contingencia y se realizó un análisis estadístico utilizando la prueba χ² de Pearson (p<0.05). Todos los análisis se llevaron a cabo utilizando el programa estadístico InfoStat versión 2018 (Di Rienzo et al., 2018).

La exposición oral y residual de M. beecheii y N. perilampoides al flonicamid y pimetrozina tuvo impacto significativo en la supervivencia (Figura 1). En M. beecheii, la exposición oral a los insecticidas resultó en una disminución en la tasa de supervivencia, que osciló entre el 79 % y 89 % a las 12 h (Figura 1a). Sin embargo, no se detectó ningún efecto adverso cuando las abejas fueron expuestas a los insecticidas residualmente (Figura 1b). En N. perilampoides, la exposición oral a los insecticidas no tuvo efectos en la tasa de supervivencia (Figura 1c), pero la exposición residual resultó en una disminución de 79 % y 82 % de supervivencia (Figura 1d).

Figura 1

La exposición oral y residual por dos h de M. beecheii y N. perilampoides a flonicamid y pimetrozina afectó significativamente la velocidad de caminata (Figura 2). En M. beecheii, la exposición oral resultó en una reducción de la velocidad de caminata, con valores de 1.66 ± 0.30 cm/s para flonicamid y 0.96 ± 0.21 cm/s para pimetrozina, en comparación al grupo control (3.79 ± 0.35 cm/s). En exposición residual, la velocidad de caminata fue similar en los tres tratamientos (Figura 2a). En N. perilampoides, durante la exposición oral, las abejas expuestas al flonicamid exhibieron una velocidad de caminata más lenta (0.50 ± 0.09 cm/s), mientras que las abejas tratadas con pimetrozina (0.93 ± 0.11 cm/s) mantuvieron una velocidad similar a las abejas del grupo control (1.26 ± 0.13 cm/s). En exposición residual, tanto el flonicamid como la pimetrozina causaron reducción de la velocidad de caminata, con valores de (0.64 ± 0.08 cm/s) y (0.44 ± 0.07 cm/s) respectivamente, comparado con el grupo control (0.97 ± 0.06 cm/s) (Figura 2b).

Figura 2

La exposición oral y residual por dos h de M. beecheii y N. perilampoides a flonicamid y pimetrozina afectó significativamente la capacidad de vuelo (Figura 3). En M. beecheii, el 70 % de los individuos no tratados (grupo control) volaron hacia la fuente de luz a una altura de 120 cm durante la exposición oral. En contraste, sólo el 10 % y 0 % de las abejas tratadas con flonicamid y pimetrozina, respectivamente, alcanzaron esa altura (Figura 3a). En exposición residual, ninguno de los insecticidas tuvo efecto sobre la actividad de vuelo (Figura 3b). En N. perilampoides, el 70 % de los individuos no tratados (grupo control) volaron hacia la fuente de luz a una altura de 120 cm durante la exposición oral. En contraste, sólo el 6.67 % y 0 % de las abejas tratadas con flonicamid y pimetrozina, respectivamente, alcanzaron esa altura (Figura 3c). En exposición residual, todas las abejas control volaron hacia la fuente de luz a 120 cm, mientras que el 63.33 % de las abejas tratadas con flonicamid mostraron el mismo comportamiento. Sólo el 26.67 % de las abejas tratadas con pimetrozina alcanzaron los 120 cm (Figura 3d).

Figura 3