Los sólidos solubles totales (sst) se determinaron a partir de dos gotas de jugo de mangostán extraídas de la pulpa de cada uno de los frutos y se midió con un refractómetro (ATAGO PAL-1®, Japón) los resultados se reportaron en unidades de °Brix.

La acidez titulable se realizó de acuerdo con el método de la Association of Official Analiytical Chemistry (A.O.A.C., 1990) donde cinco gramos de pulpa se homogenizaron con 10 mL de agua destilada con ayuda de un UltraTurrax (IKA, USA), se licuaron y filtraron con papel filtro Núm. 8; se tomaron 20 mL del filtrado, se colocaron en un matraz Erlenmeyer y se adicionaron tres gotas de Fenolftaleína (2 %), esta mezcla se tituló con hidróxido de sodio (NaOH 0.1 N). Los resultados se expresaron en porcentaje (%) de ácido málico.

Se evaluó mediante el método de Antrona (Witham et al., 1971). Una mezcla de 0.5 g de pulpa y 60 mL de etanol al 80 % se llevó a ebullición por cinco min y se mantuvieron en refrigeración por 15 días. Posteriormente, se tomó un mL del homogenizado y se evaporó, posteriormente se adicionaron 50 mL de agua destilada, tomando un mL al cual se le adicionaron tres mL de agua destilada y seis mL de la solución de Antrona (0.04 %), manteniendo los tubos en baño de hielo; cada tubo se agitó y colocó en agua en ebullición por tres min para posteriormente sumergirse en baño de hielo y se tomar las lecturas correspondientes en un espectrofotómetro (HACH DR 5000 ®, EUA) a 600 nm. Los resultados se expresaron en mg/g de p.f.

Se realizó conforme a la metodología de Folin-Ciocalteu (Singleton et al., 1999). Se pesó un g de pulpa de cada fruto y se homogenizó en un tubo de ensayo con ayuda de un Ultra Turrax (IKA®, USA), con 15 mL de agua destilada y posteriormente se filtró. Se tomó 0.5 mL del filtrado y se mezcló con 2.5 mL de reactivo de Folin-Ciocalteu (1:10), después de cinco min se adicionaron dos mL de carbonato de sodio (7.5 %p/v) y se dejó reposar durante dos horas. Posteriormente se obtuvo la absorbancia mediante las lecturas de las muestras que se realizaron en un espectrofotómetro (HACH DR 5000®, USA) a 760 nm. Con los valores de absorbancia obtenidos se estimó el contenido de fenoles totales expresados en µg (EAG)/g de peso fresco. Para la determinación de fenoles totales en cáscara se realizó la misma metodología usando 0.1 g.

La actividad antioxidante por el método de 1,1-difenil, 2-picrylhidrazilo (DPPH) se realizó con el filtrado de los compuestos fenólicos y se siguió la metodología descrita por Brand et al. (1995) se tomaron 0.10 mL y tres mL de la solución DPPH (6.1 x 10^-5 M de DPPH disuelto en metanol), después de 30 min de reposo en oscuridad se leyó el cambio de absorbancia en un espectrofotómetro (HACH DR 5000 ®, USA) a 517 nm. La actividad antioxidante se determinó usando una curva estándar con ácido ascórbico (0-100 mg/L) y los resultados fueron expresados en mg equivalentes de ácido ascórbico (EAA)/100 g de peso fresco.

La determinación de la actividad antioxidante por el método de 2,2’ -azinobis-(3-etilbenzotiazolin-6-sulfónico) (ABTS) se realizó al mezclar 0.05 mL de la solución de ácido ascórbico con tres mL de ABTS (7 mM y persulfato de potasio (K₂S₂O₈) a 2.45 mM, se mezcló 1:1, reposó 16 horas y se diluyó con etanol 20 % hasta alcanzar una absorbancia de 0.7 ± 0.02 a 734 nm. Los resultados fueron expresados en mg equivalentes de ácido ascórbico (EAA)/100 g de peso fresco (Re et al., 1999).

Finalmente, la capacidad antioxidante de reducción férrica (FRAP), se determinó con la metodología de Benzie y Strain (1996), al mezclar dos g de pulpa con 13 mL de agua destilada, se filtró y del filtrado se tomó 0.08 mL más 0.02 mL de agua destilada, posteriormente se le adicionaron 1.90 mL de FRAP (TPTZ FeCl₃ y tampón acetato), se dejó reaccionar durante 30 min a 37 °C. transcurrido el tiempo se leyó la absorbancia a 593 nm en un espectrofotómetro (HACH DR 5000 ®). Los resultados fueron expresados en mg equivalentes ácido ascórbico (EAA)/100 g de peso fresco.

Los datos obtenidos fueron graficados en el software SigmaPlot v. 14.2 y se realizó análisis de varianza entre los árboles en cada una de las variables evaluadas con el paquete estadístico SAS v. 9.0.

El contenido de sst durante el periodo de evaluación estuvo entre 17.08 y 20.1 %. Durante la maduración los frutos de mangostán provenientes de diferentes árboles mostraron comportamiento diverso (Figura 1). Así, en los frutos de los árboles 26, 93, 190, 219, 277, 282 y 284 los sst disminuyeron los primeros nueve días y después se incrementaron ligeramente; en tanto que los frutos de los árboles 94, 214 y 283 los sst se mantuvieron o incrementaron significativamente durante la maduración (Figura 1). En la literatura se indica que los sst se incrementan en los frutos de mangostán durante la maduración cuando se cosechan en la etapa de maduración 1 (color de la epidermis verde amarillenta con 5 a 10 % de manchas rojizas) (Manurakchinakorn et al., 2008; Palapol et al., 2009) y cuando se cosecha en etapa de maduración 5 (purpura rojiza) los sólidos solubles totales se mantienen o disminuyen (Castro et al., 2012; Mustafa et al., 2018). Por lo que cuando se cosecharon los frutos del presente experimento ya habían alcanzado su máxima etapa de maduración (Etapa 5-6), debido a que cuando los frutos se cosechan entre la etapa 3 (rosa-rojizo) y 6 (púrpura oscura) el contenido de sólidos solubles totales es entre 16.3 y 17.4 %, después de unos días incrementan entre 17.4 y 17.5 % (Ketsa y Paull, 2011). Sin embargo, en Filipinas e Indonesia se han documentado frutos de hasta 20 % (Mulyono et al., 2021; Tac-an et al., 2021).

Figura 1

Lo anterior sugiere que en el municipio de Tuxtla Chico, Chiapas se pueden producir frutos de mangostán con alto contenido de sst que son muy atractivos para la industria y el comercio nacional e internacional, ya que, durante la evaluación del día seis después de cosecha (él fruto llegó a su máxima etapa de maduración, etapa 6) se obtuvieron cifras de hasta 20.1 %.

Durante el periodo de evaluación la acidez titulable del mangostán se determinó entre 2.5 % y 3.5 % (Figura 2). Sumiasih et al. (2019), al cosechar frutos de mangostán en etapas 1 (epidermis del fruto verde amarillento con manchas rojizas) a 4 (frutos rojos) la acidez titulable se cuantificó entre 0.60 y 0.74 % y una vez almacenados a temperatura ambiente la acidez disminuyó hasta 0.54 - 0.55 % después de 15 días. En los frutos evaluados la acidez titulable mostró máximos a los 3, 6 y 9 días en los árboles 26, 93, 94, 190, 214, 219 y 284, en tanto que los frutos de los árboles 277, 282 y 283 la acidez titulable disminuyó constantemente (Figura 2). Esto se atribuye a diferencias en la maduración de los frutos, ya que el índice de cosecha de los frutos de mangostán es el color de la epidermis, un parámetro subjetivo y que puede ocasionar heterogeneidad en la maduración. Lo que si se considera importante es que la acidez titulable de los frutos en el Soconusco es significativamente mayor, ya que durante la maduración del mangostán se indica que inicia en 0.77 % alcanzando un máximo de 0.84 % y volviendo a disminuir a 0.73 % (Palapol et al., 2009).

Figura 2

Los azúcares totales se incrementaron durante la maduración con una variación de entre 150 mg/g p.f. a 280 mg/g p.f. (Figura 3). Wongs-Aree y Noichinda (2022) indican que los azúcares reductores se incrementan significativamente en el arilo de la etapa roja a la etapa roja púrpura. El fruto de G. mangostana en Tuxtla Chico alcanzó en promedio valores de 21.5 % de azúcares totales que es mayor que los valores entre 17 y 18 % reportado por otros autores en otros países del mundo (Kanchanapom y Kanchanapom, 1998; Tongdee y Suwanagul, 1989).

Figura 3

Los compuestos fenólicos se incrementaron después de la cosecha alcanzando máximos a los 3, 6 y 9 días después de la cosecha y posteriormente disminuir (Figura 4). Este comportamiento se observó en todos los árboles a excepción del árbol 284 donde los compuestos fenólicos se incrementaron constantemente durante 12 días, de 17.2 µg/g p.f. hasta 24.3 µg/g p.f. (Figura 4). No se detectaron diferencias significativas en el contenido de compuestos fenólicos entre los árboles evaluados, el contenido de estas moléculas fue entre 10.0 µg/g de p.f. a 25.80 µg/g de p.f (Figura 4). Muzykiewicz et al. (2020) reportan que la pulpa del mangostán contiene 1.83 mg/g de ácidos fenólicos, que representa 100 veces más que lo encontrado en el presente trabajo. Las diferencias se atribuyen a los métodos de cuantificación utilizados en ambos trabajos.

Figura 4

Los compuestos fenólicos en el epicarpio del fruto se incrementaron durante la maduración, alcanzando máximos a los 3 días (árbol 190 y 282), 6 días (arboles 93, 94 y 277), 9 días (arboles 26, 282, 283 y 284) y 12 días (arboles 190 y 219) y posteriormente disminuyen (Figura 5). Suttirak y Manurakchinakorn (2014) indican que durante la maduración de los frutos de Mangostán el contenido total de compuestos fenólicos disminuye. En la epidermis de los frutos de Mangostán se cuantificaron entre 22.0 µg/g de p.f. a 87.0 µg/g de p.f. (Figura 5). Diversos autores indican que en la epidermis de Mangostán se tienen compuestos fenólicos como ácidos fenólicos, flavonoides, antocianinas, taninos y xanthonas (Rohman et al., 2019)

Figura 5

Con los resultados obtenidos de compuestos fenólicos en pulpa y cáscara podemos corroborar que el mayor contenido en el fruto de mangostán se presenta en su cáscara y por cantidades relevantes con relación a su pulpa. Lo anterior fortalece los hallazgos por Nawawi et al. (2023), quien de igual forma registró mayores cantidades de polifenoles en cáscara de mangostán que en la pulpa. Mosquera et al. (2020) reportaron entre 50 µg/mg extracto y 125 µg/mg extracto, resultados comparables a esta investigación.

Según Nauman y Johnson (2022), el mangostán tiene una clase única de fitoquímicos conocidos como xantonas que se han informado que muestran importantes actividades antioxidantes. Díaz et al. (2011), mencionan que la actividad antioxidante, bacteriana, antifúngica, antiinflamatoria, antitumoral y antileucémica en G. mangostana ha sido motivo en los últimos años de muchos estudios farmacológicos y clínicos reportados por diversos autores desde 2007, esto lo ha llevado a convertirse en el tercer recurso botánico más vendido en Estados Unidos (Díaz et al., 2011). Se trata del recurso natural que posee mayor cantidad de xantonas, conteniendo más de 30. La facilidad que presenta el mangostán es que todas las xantonas se encuentran, en su mayoría, en el pericarpio y son de fácil extracción (Larasati et al., 2020). Como se ha mencionado antes, en el Soconusco, Chiapas se presenta un alto potencial de producción para el cultivo de mangostán, podría llegar a ser de importancia económica para el estado de Chiapas y de alto prestigio en la agroindustria y la industria farmacéutica por sus altos contenidos de compuestos fenólicos.

La actividad antioxidante evaluada por el método de DPPH se incrementó durante la poscosecha de los frutos de Mangostán alcanzando máximos entre los 6 y 9 días después de la cosecha, similar comportamiento se observó en todos los frutos de los árboles evaluados, a excepción de los árboles 26, 190 y 277 donde la actividad se incrementó al tercer día (Figura 6). La actividad pro DPPH fue entre 30.0 mg EAA/100 g y 85.0 mg EAA/100 g, sin detectarse diferencias estadísticas entre las selecciones (Figura 6).

Figura 6

La capacidad antioxidante con el radical DPPH resultó moderadamente bajo comparado con los resultados con FRAP, esto puede obedecer a los diferentes mecanismos de acción de los compuestos que presentan actividad antioxidante en el extracto y a su naturaleza química, entre otros (Daza et al., 2012). Chew y Lim (2018), en Malasia y Muzykiewicz et al. (2020), en Polonia, presentaron valores en pulpa de 12 - 115 mg EAA/100 g; esto refuerza una vez más que, en el epicarpio de G. mangostana se encuentra concentrada la mayor cantidad de antioxidantes del fruto.

La actividad evaluada por el método de ABTS mostró que se incrementó durante poscosecha alcanzado un máximo en el día 9 en todas las selecciones (Figura 7). Esto probablemente asociado al incremento de diversas moléculas antioxidantes que se incrementan durante la maduración del Mangostán, como son las xantonas y flavonoides (Gondokesumo et al., 2019). En promedio la actividad se mantuvo entre 30 mg EAA/100 g a 75 mg EAA/100 g (Figura 7).

Figura 7

La actividad de FRAP se incrementó en poscosecha y se observó que el día tres presentó la máxima actividad (Figura 8), asociada al comportamiento de compuestos fenólicos en el epicarpio. Los valores que se registraron durante el periodo de evaluación fueron entre 58 mg EAA/100 g y 178 mg EAA/100 g (Figura 8), valores dentro del rango de 40 - 236 mg EAA/100 g reportado por otros autores (Chew y Lim, 2018; Muzykiewicz et al., 2020).

La determinación de capacidad antioxidante por el método de FRAP fue donde se registró la mayor actividad antioxidante de la pulpa de G. mangostana, los resultados fueron muy superiores en comparación a los métodos de DPPH y ABTS.

Figura 8